Khảo sát khả năng hấp thụ kim loại đồng trên tảo spirulina platensis

m/1 vòng xoắn, chiều rộng của sợi là 6 – 8µm. Trong điều kiện nuôi cấy tối ưu tảo có thể dài đến 20mm. Hình 1. 5 Hình thái tảo Spirulina platensis quan sát dưới kính hiển vi Cấu tạo Bằng lát cắt cực mỏng khi quan sát dưới kính hiển vi, thành tế bào của Spirulina có 4 lớp: Lớp ngoài cùng: gọi là lớp thứ IV được sắp xếp đều nhau, song song với trục chính. Lớp này được xem như là thành tế bào của vi khuẩn gram âm. Lớp thứ III: được tạo thành từ những sợi protein bao quanh cơ thể. Lớp thứ II: chứa peptidoglycan, được xếp gấp lại hướng vào trong của sợi tảo. Lớp thứ I: nằm sát vào lớp thứ II. Vách tế bào được ví như cái đĩa mỏng, bao lấy phân bên trong cơ thể và được cấu tạo chủ yếu bằng peptidoglycan nên nhạy cảm với lysozyme và dễ dàng tiêu hóa trong ống tiêu hóa của người và động vật. Nhưng khi phân tích các hoạt chất muốn chiết xuất thì nhất thiết phải phá vỡ màng tế bào. Tế bào có dạng hình trụ, liên kết lại thành chuỗi. Giữa các tế bào có vách ngăn, những vách ở đầu sợi thường dày hơn. Vì vậy, đây là cơ thể đa bào, mỗi sợi có khoảng 100 tế bào. Các tế bào riêng rẽ thường có kích thước khoảng 5µm, rộng khoảng 2µm. Tế bào chưa có nhân điển hình, vùng nhân không rõ ràng. Trong tế bào chất có chứa các túi không bào khí, có đường kính khoảng 0.065µm, dài khoảng 1µm. Nhờ các túi khí này mà tế bào nổi được trên mặt nước, tạo điều kiện thuận lợi cho thu vớt sinh khối. Đặc điểm sinh sản Spirulina sinh sản vô tính, từ những sợi trưởng thành bị gãy thành một số đoạn, mỗi đoạn mang một số vòng xoắn (hormogonia), trải qua giai đoạn hình thành các necridia từ sợi mẹ. Trong giai đoạn này tế bào bị lõm hai mặt và tạo nên sự phân cắt, tách khỏi sợi mẹ thành các đoạn hormogonia. Trong quá trình phát triển các đầu sợi hormogonia trở nên tròn, khi đó vách tế bào có chiều dày không đổi và các đĩa lõm được tách rời. Dần dần, các đoạn hormogonia dài ra, xoắn lại, rồi trưởng thành và vòng đời của Spirulina được khép lại. Trong giai đoạn sinh sản, lượng sắc tố ít hơn bình thường nên tế bào có màu nhạt hơn. Trong môi trường tối ưu (nuôi phòng thí nghiệm), vòng đời của Spirulina là khoảng 1 ngày. Ở điều kiện không thuận lợi (phụ thuộc vào điều kiện thời tiết) thì vòng đời kéo dài từ 3 – 5 ngày. Ứng dụng của tảo Spirulina trong xử lý môi trường Nhiều nhà khoa học trên thế giới đã nghiên cứu khả năng xử lý nước thải bằng vi tảo, và kết quả thu được rất khả quan. Vi tảo không những loại bỏ hiệu quả các hợp chất của N, P mà còn có khả năng hấp thu tốt các kim loại nặng độc hại có trong nước thải. Đáng chú ý hơn là hiệu quả loại bỏ kim loại nặng trong các thí nghiệm này rất cao, từ 70% trở lên. Việc xử lý nước bằng vi tảo vừa có hiệu quả cao, vừa giảm chi phí thực hiện và không ảnh hưởng đến môi trường. Hiện nay, nhiều nhà khoa học trên thế giới đã và đang nghiên cứu và thử nghiệm các loại vi tảo khác nhau nhằm loại bỏ kim loại nặng trong nước. Kết quả họ thu được cũng rất khả quan, mở ra một triển vọng to lớn trong công nghệ xử lý môi trường nước. Năm 2004, Solicio và cộng sự đã thử nghiệm hấp thụ kim loại đồng trên sinh khối khô và sinh khối tái ngậm nước của tảo Spirulina platensis, kết quả là lượng đồng bị loại bỏ tối đa lên đến 95% trong thời gian từ 4h. Ở một thí nghiệm khác, Solicio và các cộng sự (2007) đã thay kim loại đồng bằng một kim loại khác độc hại hơn là Cadmium, hiệu quả loại bỏ Cadmium ra khỏi nước lên đến 98%. Ngoài ra, nhiều nhà khoa học khác cũng tiến hành thí nghiệm trên nhiều loại tảo khác nhau như Spirogyra insignis, Chondrus crispus, Codium vermilara, Ascophyllum nodosum, Aaparagopsis armata, Chlorella vulgaris [35], Scenedesmus abundans [26], Chlamydomonas reinhardtii [34]… kết hợp với nhiều kim loại nặng khác nhau như Cd, Zn, Cu2+, Ni, Pb. Và khả năng hấp thụ của các loại tảo này đều không ít hơn 60%, đây thực sự là những kết quả triển vọng để có thể áp dụng phương pháp này rộng khắp trên toàn thế giới. Tóm lại, kim loại nặng là một mối nguy lớn có trong nước. Tác hại của kim loại nặng không chỉ làm mất đi một số tính chất hóa lý đặc biệt, gây nhiễm độc đối với nước mà còn có thể gây nhiều bệnh tật lên con người và sinh vật tiếp xúc với nguồn nước đó. Hiện nay, ở nhiều nơi trên thế giới và ngay tại Việt nam, người dân vẫn chưa có nước sạch để sinh hoạt hàng ngày, trong khi đó một lượng nước lớn vẫn bị nhiễm độc và lãng phí. Do đó, việc loại bỏ kim loại nặng ra khỏi nước là một vấn đề hết sức cấp thiết và đầy ý nghĩa hiện nay. Hầu hết các kim loại nặng như Pb, Hg, Cd, As, Cu2+, Zn, Fe, Cr, Co, Mn, Se, Mo... tồn tại trong nước ở dạng ion với kích thước rất nhỏ, với số lượng rất lớn. Chúng phát sinh từ nhiều nguồn khác nhau, trong đó chủ yếu là từ các hoạt động công nghiệp. Khác với các chất thải hữu cơ có thể tự phân hủy trong đa số trường hợp, các kim loại nặng khi đã phóng thích vào môi trường thì sẽ tồn tại lâu dài và không phân hủy. Chúng tích tụ vào các mô sống qua chuỗi thức ăn mà ở đó con người là mắt xích cuối cùng. Nước sau khi được xử lý bằng các phương pháp hóa lý hay hóa học vẫn còn lại một lượng kim loại nhất định và có thể tích tụ theo thời gian. Do vậy không thể sử dụng các phương pháp này để loại bỏ kim loại nặng. Mặc dù phương pháp sinh học sử dụng thực vật thủy sinh hay vật liệu sinh học vẫn có khả năng hấp thụ kim loại nặng thành công, nhưng hiệu quả khi sử dụng vi tảo là vượt trội so với những nguyên liệu khác. Một số ưu thế đặc biệt khi sử dụng vi tảo so với tất cả các phương pháp khác: Nhiều loại vi tảo có khả năng thu nhận kim loại nặng ở mức độ cao, nồng độ kim loại nặng tích lũy bên trong các cấu trúc tế bào của chúng có thể cao gấp hàng nghìn lần nồng độ trong tự nhiên. Diện tích bề mặt riêng của sinh khối vi tảo vô cùng lớn làm cho chúng rất hiệu quả trong việc loại trừ và tái thu hồi kim loại nặng trong nước. Sự hấp thu sinh học các ion kim loại nhờ tảo tốt hơn so với sự kết tủa hóa học ở khả năng thích nghi với sự thay đổi pH và nồng độ kim loại nặng; tốt hơn phương pháp trao đổi ion và thẩm thấu ngược ở khả năng nhạy cảm với sự hiện diện của chất rắn lơ lửng, các chất hữu cơ, và sự hiện diện của các kim loại khác. Có khả năng xử lý với một thể tích lớn nước thải với tốc độ nhanh. Có tính chọn lọc cao nên nồng độ kim loại nặng còn lại sau xử lý sinh học có thể chỉ còn thấp hơn 1ppm trong nhiều trường hợp. Hệ thống xử lý sinh học không cần các thiết bị hóa chất đắt tiền, dễ vận hành, phù hợp với các điều kiện hóa lý khác nhau nên giá thành thấp (chỉ bằng khoảng 1/10 giá thành của phương pháp trao đổi ion). Trong hoạt động quang hợp của mình, vi tảo còn thu nhận một lượng lớn khí CO2, các muối dinh dưỡng, có tác dụng làm giảm hiệu ứng nhà kính, ngăn ngừa và khắc phục tình trạng phì dưỡng (eutrophication) của môi trường nước. Tuy nhiên, khi sử dụng vi tảo vẫn còn gặp phải một số thách thức như: Việc thu hồi tảo từ môi trường xử lý khá khó khăn. Một số loại nước cần xử lý có chứa các thành phần hóa học có thể gây độc và biến đổi cấu trúc của vi tảo. Khả năng hấp thu kim loại nặng của các loài tảo khác nhau là rất khác nhau. Trong số hàng ngàn loài vi tảo đã được phân loại thì mới chỉ có rất ít loài được nghiên cứu về khả năng thu nhận kim loại nặng của chúng. Việc tìm kiếm, chọn lọc những chủng, loài tảo có khả năng hấp thu mạnh mẽ kim loại nặng là một nhiệm vụ to lớn của các nhà nghiên cứu hiện nay. Spirulina platensis là một trong những loại tảo có khả năng hấp thụ kim loại nặng tốt nhất, đồng thời khả năng sinh sản của loại vi tảo này chính là những ưu điểm khiến Spirulina platensis được chọn để thực hiện đề tài này. Nhiệm vụ của báo cáo đề tài luận văn bao gồm: Trình bày rõ phương pháp xử lý (hấp thụ) kim loại nặng trong nước bằng cách sử dụng vi tảo (Spirulina platensis). Khảo sát khả năng hấp thụ kim loại nặng (Cu2+) tại nhiều nồng độ khác nhau, ứng với các nồng độ tảo khác nhau. So sánh khả năng hấp thụ của tảo sống và tảo chết (đã sấy khô). Tìm ra nồng độ tối ưu của mỗi loại sinh khối mà tại đó hiệu suất hấp thụ đạt mức tối đa. CHƯƠNG II. PHƯƠNG PHÁP THÍ NGHIỆM Nguyên liệu Chủng giống nghiên cứu Giống vi sinh vật sử dụng trong đề tài nghiên cứu này là tảo Spirulina platensis, được cung cấp bởi Bộ môn Công nghệ sinh học – Khoa Kỹ thuật Hóa học – Trường Đại học Bách Khoa. Môi trường sử dụng Tảo Spirulina platensis được nuôi trong hai loại môi trường khác nhau: Môi trường 1: môi trường Zarrouk [2] Môi trường 2: môi trường SSM (Synthentic Spirulina Medium). Lý do sử dụng 2 môi trường nuôi tảo Spirulina platensis khác nhau: nhằm tìm được môi trường phát triển tối ưu của tảo Spirulina platensis và phù hợp với các bước trong tiến trình thí nghiệm, từ đó có thể thu nhận sinh khối với số lượng lớn trong thời gian ngắn nhất, đồng thời có thể thực hiện các bước thí nghiệm theo cách dễ dàng và hiệu quả nhất. Tiến trình thí nghiệm Nội dung thí nghiệm Nuôi cấy và thu nhận sinh khối sống và chết (khô) của tảo Spirulina platensis. Khảo sát và so sánh khả năng hấp thụ kim loại Cu2+ của hai loại tảo ở cùng nồng độ và điều kiện. Hiệu suất hấp thụ tối đa cho từng loại sinh khối. Khảo sát và tìm ra nồng độ tối ưu của hai loại sinh khối để hấp thụ được tối đa kim loại Cu2+. Khảo sát ảnh hưởng của nồng độ kim loại lên khả năng hấp thụ của tảo Spirulina platensis . Bố trí thí nghiệm Giai đoạn 1: Nhân giống tăng sinh khối tảo Spirulina platensis. Thời gian nuôi tăng sinh khối tảo Spirulina platensis kéo dài khoảng 2 tháng thì thu được lượng sinh khối thích hợp để tiến hành thí nghiệm. Giai đoạn 2: Thu sinh khối khô (chết) của tảo Spirulina platensis: lượng tảo sống được đem đi lọc (bằng giấy lọc) hoặc ly tâm để thu sinh khối, sau đó tiến hành sấy và thu được sinh khối khô. Giai đoạn 3: Khảo sát khả năng hấp thụ kim loại đồng trên cả hai loại sinh khối tảo Spirulina platensis tại một số nồng độ tảo và ion Cu2+ khác nhau. Từ đó so sánh giữa hai loại sống và chết, xác định được nồng độ hấp thụ tối ưu và hiệu suất hấp thu tối đa cho từng loại sinh khối. Cách thực hiện thí nghiệm Nhân giống tảo Spirulina platensis Tảo Spirulina platensis được nuôi cấy trong các bình nước biển 500ml, sau đó được nhân giống sang bình nhựa 5 lít. Thời gian nhân giống có thể kéo dài từ 1 tuần đến 2 tuần. Tảo Spirulina platensis chỉ phát triển trên bề mặt môi trường, nơi có nhiều ánh sáng để chúng phát triển. Quan sát bề mặt môi trường trong bình, khi thấy khối sinh khối tảo Spirulina platensis (vì cấu tạo dạng xoắn và di chuyển được) có màu xanh lục đậm và phủ kín bề mặt trên cùng thí tiến hành nhân giống sang bình khác. Thu sinh khối khô Tảo chết được thu từ cả hai môi trường nuôi cấy trên, và thu theo 2 phương pháp: Lọc bằng máy hút và giấy lọc. Sau đó cạo tảo ra đĩa petri. Sấy tảo qua đêm ở 50oC và thu được tảo chết. Lọc bằng vợt lưới (vì tảo có dạng sợi) cho vào đĩa petri và sấy như trên. Qua quá trình ly tâm và cảm nhận bằng tay, nhận thấy độ nhớt của môi trường 2 cao hơn nhiều so với môi trường 1: môi trường 2 tiến hành ly tâm 15ml trong vòng 40 phút, tốc độ 6000 vòng/phút nhưng không có kết quả, trong khi đó môi trường 1 đã thu được dung dịch sạch tảo khi ly tâm 6000 vòng, trong 5 phút. Do đó chỉ tiến hành thu nhận tảo nuôi bằng môi trường 1 bằng phương pháp ly tâm. Đối với tảo nuôi bằng môi trường 2, đã thử thu nhận bằng phương pháp lọc sử dụng giấy lọc hoặc vợt lưới nhưng thời gian thực hiện lâu và hiệu suất thu nhận không cao (dịch sau lọc vẫn còn lẫn nhiều tảo). Ngoài ra, đồng thời tiếp tục nuôi cấy tăng sinh khối tảo nhằm có đủ lượng tảo sống đang trong thời kỳ tăng trưởng mạnh để tiến hành thí nghiệm. Phương pháp khảo sát khả năng hấp thụ kim loại Cu2+: Để đảm bảo số lượng tế bào tảo sống và tảo chết trong mỗi thí nghiệm tương tự nhau, đầu tiên cân chính xác khối lượng của tảo khô (tảo chết) ứng với các nồng độ xác định 0.2, 0.4, 0.6 g/l. Sau đó, đặt dung dịch lên bếp khuấy từ, tiến hành khuấy từ 3 đến 6 tiếng, sau khi khuấy dung dịch tảo có màu đồng nhất. Tiếp theo, đem dung dịch tảo chết đi đo OD bước sóng 678nm, mẫu trắng chuẩn là môi trường 1. Ghi nhận các giá trị OD ứng với các nồng độ tảo khô (mỗi nồng độ của tảo chết tiến hành đo 3 lần độc lập rồi lấy giá trị trung bình). Sau đó pha loãng các dung dịch tảo sống sao cho giá trị OD đo được bằng với các giá trị OD của tảo chết, khi đó sẽ thu được các dung dịch tảo sống và chết có số lượng tế bào tương đương nhau. Bảng 2. 1 Giá trị OD tương ứng với các nồng độ tảo Nồng độ tảo (g/l) 0.2 0.4 0.6 OD 0.138 0.220 0.294 Thí nghiệm khảo sát khả năng hấp thụ đồng Trong các thí nghiệm hấp thụ, dung dịch tảo vào khoảng 500ml được đặt trên bếp từ, khuấy đều. Cân chính xác khối lượng CuSO4 ứng với các nồng độ 160, 320 và 640 (mg/l) cho vào dung dịch tảo, vẫn khuấy đều. Cứ mỗi 10 phút trong 1h đầu tiên và 30 phút trong mỗi giờ sau đó lấy ra 50 ml mẫu. Chia đều vào 3 ống ly tâm, ly tâm ở 4oC, tốc độ 6000 v/p, thời gian 5 phút thu được dịch sạch tảo. Hút 3 mẫu, mỗi mẫu 10ml vào erlen 250ml. Chuẩn độ bằng dung dịch EDTA với chất chỉ thị màu là Bromocresol lục và P.A.N. Nguyên tắc: chỉ thị bromocresol lục khi tác dụng với Cu2+ sẽ tạo ra dung dịch có màu tím. Khi EDTA dư tác dụng với chỉ thị sẽ cho dung dịch màu vàng chanh. Dựa vào thời gian dung dịch đổi màu, ta có thể xác định được lượng Cu2+ còn lại trong mẫu [3]. Thực hiện: Bổ sung vào erlen nước cất, dung dịch đệm pH 5, 3 giọt chỉ thi Bromocresol lục và 4 giọt chỉ thị P.A.N, rồi chuẩn độ bằng EDTA 0,01M. Dịch mẫu ban đầu có màu tím, khi chuẩn độ xong có màu vàng chanh. Ghi nhận các thể tích EDTA. Tính kết quả Nồng độ CuSO4 còn lại được tính như sau: (2.1) Hiệu suất hấp thụ đồng: (2.2) CHƯƠNG III. KẾT QUẢ THÍ NGHIỆM Các số liệu được trình bày trong các bảng sau đây đều được lấy trung bình của 3 lần thí nghiệm độc lập. Thời gian đạt tỷ lệ hấp thụ tối đa Trong tất cả các thí nghiệm, tỷ lệ hấp thụ kim loại theo thời gian biến đổi tương đối giống nhau, đồng thời số lượng thí nghiệm tương đối nhiều, do đó trong phần kết luận này chỉ trình bày một số thí nghiệm tiêu biểu đại diện cho nhiều nồng độ tảo và đồng khác nhau. Tảo chết Hình 3. 1 Đồ thị biểu diễn tỷ lệ Cu2+ bị hấp phụ (%) theo thời gian (phút) tại nồng độ tảo chết 0.4g/l và nồng độ Cu2+ 160mg/l Tại nồng độ tảo 0.4 g/l – Cu2+ 160mg/l (Hình 3.1), tỷ lệ Cu2+ bị hấp phụ không có sự chênh lệch đáng kể giữa các lần lấy mẫu, cao nhất tại thời điểm 60 phút (50.83%) và thấp nhất tại thời điểm 10 phút đầu tiên (45.00%) (Bảng 3.1). Trong giai đoạn đầu của quá trình hấp phụ, tỷ lệ Cu2+ bị loại bỏ tăng dần trong khoảng 1 giờ đầu tiên (từ 45.00% đến 50.83%) rồi sau đó, tỷ lệ này gần như không thay đổi theo thời gian, quá trình hấp phụ kết thúc. Bảng 3. 1 Hiệu suất hấp phụ theo thời gian – Tảo chết 0.4g/l – Cu2+ 160mg/l Tảo chết 0,4g/l – Cu2+ 160mg/l Thời gian (phút) 10 20 30 40 50 60 90 120 240 % Cu2+ bị hấp phụ 45.00 46.67 46.67 47.50 49.17 50.83 50.83 49.17 48.33 Bảng 3. 2 Hiệu suất hấp phụ theo thời gian – Tảo chết 0.2g/l – Cu2+ 320mg/l Tảo chết 0,2g/l – Cu2+ 320mg/l Thời gian (phút) 10 20 30 40 50 60 90 120 240 % Cu2+ bị hấp phụ 20.83 22.92 25.42 25.42 25.00 25.42 25.42 25.00 25.83 Hình 3. 2 Đồ thị biểu diễn tỷ lệ Cu2+ bị hấp phụ (%) theo thời gian (phút) tại nồng độ tảo chết 0.2g/l và nồng độ Cu2+ 320mg/l Tương tự, tại nồng độ tảo 0.2g/l – Cu2+ 320mg/l (Hình 3.2), mặc dù nồng độ tảo giảm đi một nửa và nồng độ Cu2+ tăng lên 2 lần. Trong khoảng 30 phút đầu tiên của thí nghiệm, tỷ lệ Cu2+ bị hấp phụ có xu hướng tăng lên nhưng không lớn (từ 20.83% lên 25.42%) (Bảng 3.2). Sau thời điểm 30 phút, thì tỷ lệ này duy trì ổn định tại 25% cho đến Cu2+ối thí nghiệm. Các thí nghiệm còn lại trong thí nghiệm với tảo chết như (tảo 0.2g/l – Cu2+ 160mg/l; tảo 0.6g/l – Cu2+ 160mg/l; tảo 0.4g/l – Cu2+ 320mg/l và tảo 0.6g/l – Cu2+ 320mg/l) cũng cho kết quả giống với 2 thí nghiệm trên đây. Quá trình hấp phụ xảy ra trong khoảng 30 đến 60 phút thì kết thúc. Tảo sống Hình 3. 3 Đồ thị biểu diễn tỷ lệ Cu2+ bị hấp thụ (%) theo thời gian (phút) tại nồng độ tảo sống 0.4g/l và nồng độ Cu2+ 160mg/l Đối với tảo sống, ở thí nghiệm ở nồng độ tảo 0.4g/l – Cu2+ 160mg/l (Hình 3.3), quá trình hấp thụ diễn ra trong khoảng 60 phút (20.00%) thì kết thúc. Sau khi kết thúc thì tỷ lệ Cu2+ bị hấp thụ nhìn chung vẫn không thay đổi nhiều, tuy nhiên lại có xu hướng giảm (18.33% - 240 phút) (Bảng 3.3). Trước khi quá trình hấp thụ kết thúc (60 phút đầu tiên), hàm lượng Cu2+ bị loại bỏ thay đổi khác so với thí nghiệm trên tảo chết. Khoảng 20 phút đầu tiên, tỷ lệ hấp thụ tăng đều và không lớn (từ 12.50% lên đến 22.50%) giống như các trường hợp tảo chết, tuy nhiên sau đó thì hàm lượng đồng lại giảm (19.17% - 40 phút). Trong giai đoạn đầu này, nhìn chung hàm lượng Cu2+ bị hấp thụ không ổn định và lên xuống bất thường. Trong trường hợp tảo 0.4 g/l – Cu2+ 320mg/l (Hình 3.4), quá trình xảy ra có khác đôi chút so với thí nghiệm trên. Trong giai đoạn đầu, tỷ lệ Cu2+ vẫn không ổn định và thay đổi liên tục. Điểm khác trong trường hợp này là sau thời điểm 60 phút, hàm lượng kim loại hấp thụ đã không còn ổn định. Từ thời điểm 60 đến 120 phút, tỷ lệ hấp thụ tăng (từ 37.08% lên đến 41.25%), nhưng sau thời điểm này, tỷ lệ hấp thụ lại giảm nhẹ (37.08% thời điểm 240 phút) (Bảng 3.4). Bảng 3. 3 Hiệu suất hấp thụ theo thời gian – Tảo sống 0.4g/l – Cu2+ 160mg/l Tảo sống 0,4g/l – Cu2+ 160mg/l Thời gian (phút) 10 20 30 40 50 60 90 120 240 % Cu2+ bị hấp thụ 12.50 23.33 22.50 19.17 22.50 20.00 20.00 19.17 18.33 Hình 3. 4 Đồ thị biểu diễn tỷ lệ Cu2+ bị hấp thụ (%) theo thời gian (phút) tại nồng độ tảo sống 0.4g/l và nồng độ Cu2+ 320mg/l Nhìn chung, đối với trường hợp tảo sống quá trình hấp thụ diễn ra không ổn định so với tảo chết, nhưng tỷ lệ hấp thụ trong suốt quá trình vẫn khá tương đồng và không quá chênh lệch. Bảng 3. 4 Hiệu suất hấp thụ theo thời gian – Tảo sống 0.4g/l – Cu2+ 320mg/l Tảo sống 0,4g/l – Cu2+ 320mg/l Thời gian (phút) 10 20 30 40 50 60 90 120 240 % Cu2+ bị hấp thụ 38.75 42.92 37.08 40.83 39.58 37.08 39.17 41.25 37.08 Tóm lại, quá trình hấp thụ kim loại đồng trên tảo Spirulina platensis diễn ra trong 2 giai đoạn. Giai đoạn đầu quá trình hấp thụ diễn ra, tỷ lệ hấp thụ hoặc tăng (tảo chết) hoặc tăng giảm (tảo sống) nhưng không đáng kể, thời gian của giai đoạn này vào khoảng 30 đến 60 phút. Giai đoạn thứ hai quá trình hấp thụ kết thúc, tỷ lệ Cu2+ bị loại bỏ duy trì ổn định theo thời gian (rất ít thay đổi). Do đó, có thể kết luận rằng thời gian để sinh khối tảo đạt mức hấp thụ tối đa vào khoảng 30 đến 60 phút. Hiệu suất hấp thụ đồng cực đại và nồng độ sinh khối tảo tối ưu để đạt được hiệu suất hấp thụ cực đại Khảo sát nồng độ tảo và hiệu suất hấp thụ đồng Tảo chết Quan sát đồ thị ta có thể thấy, khả năng hấp phụ của tảo tăng tỷ lệ thuận với nồng độ tảo có trong dung dịch. Tại nồng độ Cu2+ 160mg/l (Hình 3.5), khả năng hấp phụ của dung dịch chứa nồng độ tảo 0.2g/l có giá trị thấp nhất trong 3 nồng độ khảo sát là xấp xỉ 40%, tiếp theo tại nồng độ tảo 0.4g/l hiệu suất thu được vào khoảng gần 50%, còn giá trị tại nồng độ tảo 0.6g/l có giá trị cao nhất trong 3 nồng độ khảo sát đạt 65% (Bảng 3.5). Hình 3. 5 Đồ thị so sánh khả năng hấp phụ tại nồng độ Cu2+ 160mg/l tại các nồng độ tảo chết khác nhau Hình 3. 6 Đồ thị so sánh khả năng hấp phụ tại nồng độ Cu2+ 320mg/l tại các nồng độ tảo chết khác nhau Tương tự như vậy, trong các thí nghiệm với nồng độ Cu2+ 320 mg/l (Hình 3.6), thứ tự các giá trị hấp phụ của 3 nồng độ tảo vẫn không thay đổi. Cao nhất là thí nghiệm trên nồng độ tảo 0.6 g/l (đạt giá trị 71%), tiếp theo lần lượt các nồng độ 0.4 và 0.2g/l với các giá trị tương ứng là 45% và 25% (Bảng 3.6). Như vậy đối với tảo chết, hiệu suất hấp phụ kim loại Cu2+ đạt được tỷ lệ cao nhất trong 3 nồng độ khảo sát ở các nồng độ tảo 0.6g/l, và giá trị hấp phụ cao nhất đạt được là 71% tại nồng độ Cu2+ 320mg/l. Bảng 3. 5 Hiệu suất hấp phụ đồng của tảo chết – Cu2+ 160mg/l Tảo chết – Cu2+ 160mg/l Thời gian (phút) 10 20 30 40 50 60 90 120 240 % Cu2+ bị hấp phụ 0.2g/l 41.67 40.00 39.17 39.17 40.00 39.17 43.33 42.50 45.83 0.4g/l 45.00 46.67 46.67 47.50 49.17 50.83 50.83 49.17 48.33 0.6g/l 53.33 63.33 65.00 65.00 62.5 67.5 65.00 65.83 63.33 Bảng 3. 6 Hiệu suất hấp phụ đồng của tảo chết – Cu2+ 320mg/l Tảo chết – Cu2+ 320mg/l Thời gian (phút) 10 20 30 40 50 60 90 120 240 % Cu2+ bị hấp phụ 0.2g/l 20.83 22.92 25.42 25.42 25.00 25.42 25.42 25.00 25.83 0.4g/l 45.00 49.58 46.25 45.83 45.83 46.25 46.67 46.67 46.25 0.6g/l 60.83 64.58 62.08 61.67 62.08 62.08 62.50 62.92 62.92 Tảo sống Mặc dù tỷ lệ hấp thụ của tảo sống có những biến đổi không ổn định trong giai đoạn đầu của quá trình hấp thụ (theo 3.1.2), dẫn đến một số thời điểm trong quá trình hấp thụ hiệu suất của thí nghiệm có nồng độ tảo cao hơn có thể bằng hoặc thấp hơn so với thí nghiệm có nồng độ tảo thấp hơn (thời điểm 10 phút tại nồng độ tảo 0.2 và 0.4g/l – Cu2+ 160mg/l). Tuy nhiên, nhìn chung trong suốt quá trình sự chênh lệch về tỷ lệ hấp thụ giữa các nồng độ tảo vẫn khá lớn và tỷ lệ này vẫn đảm bảo tăng tỷ lệ thuận theo nồng độ tảo có trong dung dịch. Trong trường hợp nồng độ Cu2+ 160mg/l (Hình 3.7), tại nồng độ 0.2g/l tỷ lệ hấp thụ đạt mức khoảng 14%, tại nồng độ 0.4 g/l hiệu suất thu được là 19%, và hiệu suất này đạt giá trị cao nhất trong 3 nồng độ thí nghiệm tại 0.6g/l (37%) (Bảng 3.7). Ngoài ra, tỷ lệ hấp thụ tại nồng độ 0.2 và 0.4g/l có giá trị không quá chênh lệch, trong khi ở 0.6g/l giá trị này cách xa so với 2 nồng độ còn lại. Hình 3. 7 Đồ thị so sánh khả năng hấp thụ tại nồng độ Cu2+ 160mg/l tại các nồng độ tảo sống khác nhau Hình 3. 8 Đồ thị so sánh khả năng hấp thụ tại nồng độ Cu2+ 320mg/l tại các nồng độ tảo sống khác nhau Từ hình 3.8, có thể thấy rằng tỷ lệ hấp thụ của tảo tăng theo nồng độ tảo có trong dung dịch, ở 0.2, 0.4 và 0.6g/l có giá trị lần lượt là 34%, 39% và 73% (Bảng 3.8). Ngoài ra, cũng giống như trường hợp tảo sống với nồng độ Cu2+ 160mg/l (Hình 3.7), giá trị hiệu suất hấp thụ tại nồng độ 0.2 và 0.4g/l không quá chênh lệch, trong khi tỷ lệ hấp thụ tại nồng độ 0.6g/l có sự chênh lệch lớn so với 2 nồng độ còn lại. Bảng 3. 7 Hiệu suất hấp thụ đồng của tảo sống – Cu2+ 160mg/l Tảo sống – Cu2+ 160mg/l Thời gian (phút) 10 20 30 40 50 60 90 120 240 % Cu2+ bị hấp thụ 0.2g/l 10.83 15.83 14.17 14.17 13.33 13.33 14.17 13.33 14.17 0.4g/l 12.50 23.33 22.50 19.17 22.50 20.00 20.00 19.17 18.33 0.6g/l 31.67 40.83 33.33 32.50 37.50 38.33 35.00 35.83 34.17 Bảng 3. 8 Hiệu suất hấp thụ đồng của tảo sống – Cu2+ 320mg/l Tảo sống – Cu2+ 160mg/l Thời gian (phút) 10 20 30 40 50 60 90 120 240 % Cu2+ bị hấp thụ 0.2g/l 10.83 15.83 14.17 14.17 13.33 13.33 14.17 13.33 14.17 0.4g/l 12.50 23.33 22.50 19.17 22.50 20.00 20.00 19.17 18.33 0.6g/l 31.67 40.83 33.33 32.50 37.50 38.33 35.00 35.83 34.17 Nhìn chung, ở các nồng độ tảo 0.6g/l tỷ lệ loại bỏ kim loại luôn đạt giá trị cao nhất so với các thí nghiệm khác, mặc dù tỷ lệ hấp thụ này của tảo sống không đồng đều như tảo chết, nhưng hiệu suất cao nhất của tảo sống trong các thí nghiệm đã thực hiện cũng đạt đến 73% tại nồng độ 0.6g/l – Cu2+ 320mg/l. Từ các thí nghiệm trên 3 nồng độ tảo đã thực hiện, có thể kết luận rằng khả năng hấp thụ kim loại của tảo Spirulina platensis tăng lên khi tăng nồng độ tảo có trong dung dịch, có nghĩa là tại nồng độ 0.6g/l tảo đạt tỷ lệ hấp thụ cao nhất, và hiệu suất loại bỏ kim loại (ứng với mỗi loại tảo) đạt giá trị cao nhất đều thuộc thí nghiệm với nồng độ Cu2+ 320mg/l với các giá trị lần lượt là 71% cho tảo chết và 73% cho tảo sống. Nồng độ kim loại Nhận thấy tại nồng độ tảo 0.6g/l (sống và chêt) lượng kim loại bị hấp thụ cao hơn so với nồng độ 0.2 và 0.4g/l (theo 3.2.1), tiến hành khảo sát khả năng hấp thụ tại nồng độ tảo này (sống và chết) với nồng độ Cu2+ được tăng lên 640mg/l. Kết quả của 2 thí nghiệm này được trình bày trong bảng 3.9. Bảng 3. 9 Hiệu suất hấp thụ theo thời gian tại nồng độ 0.6g/l – Cu2+ 640mg/l Nồng độ tảo 0.6g/l – Cu2+ 640mg/l Thời gian (phút) 10 20 30 40 50 60 90 120 240 % Cu2+ bị hấp thụ Tảo chết 36.25 37.92 38.33 38.96 39.38 39.38 39.79 39.38 39.38 Tảo sống 66.88 67.29 67.92 67.29 68.54 68.75 68.96 69.17 69.58 Đối với thí nghiệm trên tảo chết (Hình 3.9), khi tăng nồng độ Cu2+ trong dung dịch từ 160 lên 320 mg/l và 640mg/l thì hiệu suất hấp phụ kim loại đạt giá trị lớn nhất tại nồng độ 320mg/l (71%). Bên cạnh đó, hiệu suất thu được tại nồng độ Cu2+ 160mg/l cũng thu được kết quả khá cao (65%), trong khi tăng nồng độ Cu2+ lên 640mg/l thì hiệu suất hấp phụ chỉ đạt được ở mức trung bình (40%). Thí nghiệm đối với tảo sống (Hình 3.10) cũng cho kết quả tương tự, hiệu suất hấp thụ đạt giá trị cao nhất tại nồng độ Cu2+ 320mg/l ở mức 73%. Tuy nhiên điểm khác biệt so với trường hợp của tảo chết là trong thí nghiệm này, tỷ lệ hấp thụ ở nồng độ Cu2+ 160mg/l chỉ đạt mức trung bình khoảng 35%. Ngược lại, ở nồng độ Cu2+ 640mg/l lại thu được kết quả rất cao khoảng 70% và gần bằng với giá trị cực đại 73% của nồng độ 320mg/l. Hình 3. 9 Đồ thị so sánh khả năng hấp phụ tại nồng độ tảo chết 0.6g/l trên nhiều nồng độ Cu2+ khác nhau Hình 3. 10 Đồ thị so sánh khả năng hấp thụ tại nồng độ tảo sống 0.6g/l trên nhiều nồng độ Cu2+ khác nhau Trong các nồng độ tảo đã khảo sát, thì 0.6g/l là nồng độ cho hiệu suất hấp thụ cao nhất cho cả tảo sống và tảo chết so với các nồng độ tảo còn lại. Ngoài ra, khi khảo sát trên nồng độ tảo này, kết quả hấp thụ đạt giá trị cao nhất trong các thí nghiệm cho cả hai loại tảo khi hàm lượng Cu2+ là 320mg/l. So sánh khả năng hấp thụ kim loại đồng của sinh khối tảo chết và sinh khối tảo sống Nồng độ Cu2+ 160mg/l Hình 3. 11 Đồ thị so sánh tỷ lệ hấp thụ Cu2+ tại nồng độ tảo 0.2g/l – Cu2+ 160mg/l giữa hai loại tảo sống và chết Trong tất cả các trường hợp khảo sát với nồng độ Cu2+ 160mg/l, thì tỷ lệ hấp phụ của tảo chết đều cao hơn so với tảo sống. Sự chênh lệch giữa tỷ lệ tảo sống và tảo chết tương đối cao. Tại nồng độ tảo 0.2g/l (Hình 3.11), hiệu suất hấp thụ Cu2+ của sinh khối tảo sống dao động từ 10% đến 15% (Bảng 3.7) trong khi hiệu suất đó của tảo chết lên đến 40% (Bảng 3.5). Trong khi đó, tại nồng độ 0.4g/l (Hình 3.12) độ chênh lệch giữa hiệu suất hấp thụ của tảo chết và tảo sống lên đến 30% (20% của tảo sống và 50% của tảo chết). Còn ở nồng độ tảo 0.6g/l (Hình 3.13), mặc dù tỷ lệ Cu2+ bị loại bỏ của tảo sống có tăng lên gần 40%, nhưng khoảng chênh lệch giữa hai loại tảo vẫn tương đối lớn (65% của tảo chết). Hình 3. 12 Đồ thị so sánh tỷ lệ hấp thụ Cu2+ tại nồng độ tảo 0.4g/l – Cu2+ 160mg/l giữa hai loại tảo sống và chết Hình 3. 13 Đồ thị so sánh tỷ lệ hấp thụ Cu2+ tại nồng độ tảo 0.6g/l – Cu2+ 160mg/l giữa hai loại tảo sống và chết Nồng độ Cu2+ 320mg/l Khác với các trường hợp thí nghiệm với nồng độ Cu2+ 160mg/l, tại nồng độ này hiệu suất hấp thụ của hai loại sinh khối không có sự chênh lệch đáng kể và tỷ lệ Cu2+ bị loại bỏ của tảo chết không còn vượt trội so với tảo sống. Đặc biệt tại nồng độ 0.2g/l (Hình 3.14) và 0.6g/l (Hình 3.16), tỷ lệ hấp thụ của tảo sống đã vượt qua tảo chết và khoảng chênh lệch đó là không nhiều (dưới 10%). Đối với nồng độ 0.2g/l, tỷ lệ của tảo sống là xấp xỉ 34%, trong khi của tảo chết chỉ là 25%; còn trường hợp nồng độ tảo 0.6g/l, tỷ lệ lần lượt cho tảo sống và tảo chết là 72% và 62%. Tuy nhiên ở nồng độ tảo 0.4g/l (Hình 3.15) tỷ lệ hấp thụ của tảo chết vẫn còn cao hơn tảo sống, mặc dù chênh lệch còn lại rất ít (khoảng 45% của tảo chết và 40% của tảo sống). Hình 3. 14 Đồ thị so sánh tỷ lệ hấp thụ Cu2+ tại nồng độ tảo 0.2g/l – Cu2+ 320mg/l giữa hai loại tảo sống và chết Hình 3. 15 Đồ thị so sánh tỷ lệ hấp thụ Cu2+ tại nồng độ tảo 0.2g/l – Cu2+ 320mg/l giữa hai loại tảo sống và chết Tóm lại, tại nồng độ Cu2+ 160mg/l, tỷ lệ hấp thụ của tảo chết cao vượt trội so với tảo sống. Trong khi nếu tăng hàm lượng Cu2+ trong dung dịch lên 320mg/l, thì khả năng hấp thụ của tảo sống sẽ tăng mạnh và có thể cao hơn tảo chết. Hình 3. 16 Đồ thị so sánh tỷ lệ hấp thụ Cu2+ tại nồng độ tảo 0.2g/l – Cu2+ 320mg/l giữa hai loại tảo sống và chết CHƯƠNG IV. BÀN LUẬN VÀ KIẾN NGHỊ Hiệu suất hấp thụ trong những thí nghiệm đã thực hiện trên hai loại sinh khối tảo (sống và chết) dao động từ 14% (Cu2+ = 160mg/l, tảo sống 0.2g/l) đến 75% (Cu2+ = 320mg/l và nồng độ tảo 0.6g/l), trong đó hiệu suất cao nhất chỉ đạt được 75%. Trong khi đó, những thí nghiệm vào năm 2005 trên sinh khối tảo Spirulina platensis, hiệu suất hấp thụ đồng thu được dao động từ 80% đến 98% [36], đồng gần như được loại bỏ hoàn toàn. Từ so sánh này có thể kết luận rằng, giống tảo Spirulina platensis vẫn chưa hấp thụ được theo đúng khả năng mà nó có thể, và nguyên nhân làm giảm khả năng hấp thụ của tảo có thể là do chất lượng giống tảo, các điều kiện trong quá trình nuôi cấy và các phương pháp được thực hiện trong quá trình thí nghiệm. Thứ nhất do giống tảo và các điều kiện nuôi cấy, trong khi các nhà khoa học khi nghiên cứu về tảo Spirulina platensis đều tiến hành nuôi cấy giống trong vòng 1 tháng bằng môi trường của Schlosser [36], sau đó thu nhận tảo bằng phương pháp ly tâm, rồi rửa qua bằng nước khử ion, sấy khô và cuối cùng bảo quản trong bình tách ẩm [36,38] trước khi đem sử dụng. Trong các thí nghiệm đã thực hiện, tảo được nuôi trong vòng 1 tuần đến 2 tuần trong môi trường Zarrouk [2], sau đó sấy khô ở 70oC, rồi bảo quản ở nhiệt độ phòng. Ngoài ra, trong quá trình nuôi cấy tảo môi trường sử dụng để nuôi tảo có thể bị lẫn một số ion kim loại hoặc chất rắn không tan không mong muốn khác, dẫn đến tảo đã bắt đầu hấp thụ ngay từ khi chưa tiến hành khảo sát. Quy trình nuôi tảo và thu nhận giống như vậy có thể đã làm ảnh hưởng đến khả năng hấp thụ của tảo. Do đó, đề nghị thực hiện quy trình nuôi và thu nhận sinh khối tảo theo trình tự như sau: nuôi tảo trong môi trường Schlosser trong thời gian 1 tháng, thu nhận sinh khối tảo bằng phương pháp ly tâm, rửa sinh khối bằng nước khử ion (đây là bước cần thiết nhất), sau đó sấy khô ở 50oC và bảo quản trong bình tách ẩm ở 20±1oC. Thứ hai do phương pháp thực hiện trong thí nghiệm, độ chính xác của hiệu quả hấp thụ của sinh khối tảo cũng bị ảnh hưởng do các phương pháp sử dụng trong thí nghiệm. Phương pháp sử dụng EDTA để xác định hàm lượng đồng chỉ áp dụng với các dung dịch có pH 5, trong khi các môi trường nuôi tảo có giá trị pH 9 – 10, do đó phương pháp này không phù hợp với các thí nghiệm khảo sát đối với tảo sống. Đối với trường hợp tảo chết, sau khi được sấy khô và bảo quản, khi sử dụng có thể pha vào nước cất rồi dùng đệm pH 5 để điều chỉnh pH, nên kết quả sẽ chính xác hơn so với trường hợp tảo sống. Tuy nhiên, phương pháp thường được sử dụng để xác định hàm lượng đồng là sử dụng máy quang phổ hấp thụ nguyên tử [36,38]. Dịch tảo sau khi hấp thụ kim loại đồng sẽ được lọc qua các bộ lọc để loại bỏ sinh khối tao, sau đó dịch lọc sẽ được xác định hàm lượng đồng nhờ máy quang phổ hấp thụ nguyên tử. Phương pháp sử dụng máy quang phổ không phụ thuộc vào bất cứ yếu tố nào của dung dịch cần xác đinh, nên có thể sử dụng cho tất cả các loại sinh khối. Do đó, kiến nghị nên sử dung máy quang phổ hấp thụ nguyên tử để xác định hàm lượng kim loại nhằm thu được kết quả chính xác và đồng đều cho tất cả các mẫu. Ngoài ra, trong báo cáo này chỉ tiến hành khảo sát ở 3 nồng độ tảo là 0.2, 0.4 và 0.6g/l, và hiệu suất hấp thụ càng tăng khi nồng độ tảo càng tăng. Do đó, cũng đề nghị nên khảo sát thêm ở các nồng độ cao hơn như 0.8, 1 hay 2g/l đối với tảo chết để có thể thu được hiệu suất cao hơn. Đối với tảo sống, do số lượng tế bào phát triển trong môi trường có giới hạn (phụ thuộc vào lượng chất dinh dưỡng), nên chỉ có thể khảo sát đến nồng độ tối đa mà tảo phát triển. Trong đề tài này, quá trình hấp thụ thường diễn ra trong 2 giai đoạn: giai đoạn đầu hiệu suất loại bỏ kim loại tăng dần (không nhiều), thời gian của giai đoạn này là từ 30 đến 60 phút; giai đoạn thứ hai quá trình hấp thụ đạt được trạng thái cân bằng. Đồng thời, các giá trị hiệu suất hấp thụ thu được trong suốt quá trình thí nghiệm rất ổn định, chênh lệch giữa thời điểm đầu tiên (thường có hiệu suất hấp thụ nhỏ nhất) và thời điểm đạt trạng thái cân bằng không bao giờ vượt quá 10%. Tuy nhiên, theo Solisio và cộng sự (2005) [36], trong các thí nghiệm hấp thụ thời gian để đạt trạng thái cân bằng là từ 1 đến 3 giờ. Hiệu suất hấp thụ tăng nhanh trong giai đoạn trước đạt cân bằng, rồi sau đó ổn định ở mức 80 đến 90%. Hiệu suất tại thời điểm cân bằng chênh lệch khá lớn với các thời điểm lấy mẫu trước đó. Nguyên nhân khiến thời gian đạt cân bằng trong các thí nghiệm bị ngắn lại và chênh lệch độ lớn giữa các lần lấy mẫu không cao cũng giống như trên, do sinh khối tảo đã bắt đầu hấp thụ ngay khi nuôi cấy nên khi tiến hành thí nghiệm, lượng kim loại mà tảo còn có thể hấp thụ được không cao, dẫn đến nhanh chóng đạt trạng thái cân bằng và giá trị giữa các thời điểm khảo sát chênh lệch không nhiều. Do đó, để đảm bảo chính xác cho kết quả cần rửa tảo bằng nước khử ion trước khi sấy khô và bảo quản, đồng thời sử dụng máy quang phổ hấp thụ nguyên tử để tăng sự chính xác cho kết quả. Khi khảo sát ảnh hưởng của nồng độ sinh khối tảo lên hiệu suất hấp thụ kim loại, nhận thấy rằng hiệu suất hấp thụ tăng khi nồng độ sinh khối tảo tăng, điều này đã được ghi nhận tại các nồng độ tảo 0.2, 0.4, 0.6g/l và các nồng độ Cu2+ 160, 320, 640mg/l. Kết quả này giống với kết quả được báo cáo vào năm 2005 của Solicio và cộng sự [36], hàm lượng kim loại đồng bị loại bỏ tăng lên khi tăng nồng độ của tảo trong dung dịch, và hiệu suất cao nhất đạt được vượt quá 90% tại các nồng độ tảo 1, 2 và 4g/l. Điều này chứng tỏ, tảo Spirulina platensis hấp thụ dựa trên các nhóm chức có trên bề mặt tảo, các nhóm chức này có thể tạo ra lực hút tĩnh điện liên kết với ion Cu2+. Khi đó, nồng độ tảo càng cao sẽ làm cho diện tích tiếp xúc giữa tảo và các ion kim loại tăng lên, từ đó hiệu suất hấp thụ cũng tăng lên. Do đó, để khảo sát được hiệu suất hấp thụ cao nhất cần thí nghiệm tại các nồng độ tảo cao hơn (1, 2 và 4g/l), khi nào tỷ lệ hấp thụ không tăng thêm thì đó là lúc dung dịch đã trở nên bão hòa, lượng tảo đã dư so với các ion kim loại. Một yếu tố nữa ảnh hưởng đến khả năng hấp thụ của tảo là nồng độ ion Cu2+ có trong dung dịch. Trong khảo sát ảnh hưởng của đồng ở nồng độ tảo 0.6g/l, thì hiệu suất hấp thụ cao nhất khi sử dụng nồng độ ion Cu2+ 320mg/l, cao hơn hiệu suất tại hai nồng độ 160 và 640mg/l, điều này chứng tỏ hàm lượng đồng trong dung dịch tối ưu ở nồng độ 320mg/l (đối với tảo 0.6g/l), nếu cao hơn hoặc thấp hơn hiệu suất thu được đều giảm. Trong khi đó, A. Converti [39] và Solicio [36] cũng đã khảo sát ảnh hưởng của nồng độ kim loại và đưa ra được kết luận: nồng độ đồng càng cao thì sẽ làm cho hiệu suất hấp thụ giảm xuống, họ đã khảo sát ở các nồng độ 100, 200 và 400mg/l Cu2+. Có 2 cách giải thích cho vấn đề này. Thứ nhất là do cả A.Converti và Solicio chỉ thực hiện khảo sát ở những nồng độ đồng thấp (nồng độ cao nhất chỉ là 400mg/l Cu2+), mà chưa khảo sát ở những nồng độ từ 640mg/l hoặc cao hơn. Nguyên nhân thứ hai có thể là do nồng độ Cu2+ cao làm cho một lượng sinh khối tảo mất đi khả năng hấp thụ. Như vậy, để có kết luận chính xác hơn về ảnh hưởng của nồng độ đồng lên khả năng hấp thụ của tảo Spirulina platensis, cần khảo sát thêm ở một số nồng độ nằm trong khoảng từ 320mg/l đến 640mg/l. CHƯƠNG V. KẾT LUẬN Vi tảo Spirulina platensis đã được biết đến nhiều với chức năng làm thực phẩm, nhưng nó còn có một ứng dụng quan trọng khác đó là làm nguyên liệu để loại bỏ kim loại nặng ra khỏi môi trường nước. Hàm lượng kim loại nặng bị loại bỏ tối đa bởi vi tảo Spirulina platensis có thể đạt đến gần 90% (gần như hoàn toàn) ở nồng độ tảo và kim loại thích hợp, trong thời gian từ 30 đến 60 phút thực hiện. Hiệu suất này vượt xa về mức độ hiệu quả so với các phương pháp loại bỏ kim loại nặng khác. Khi so sánh khả năng hấp thụ của 2 loại sinh khối tảo (sống và chết), ở nồng độ Cu2+ 160mg/l, hiệu suất loại bỏ của tảo chết cao hơn nhiều so với hiệu suất của tảo sống. Tuy nhiên, khi tăng nồng độ kim loại lên 320 mg/l thì khả năng hấp thụ của tảo sống tăng mạnh, dẫn đến tỷ lệ loại bỏ của tảo sống cao hơn so với tảo chết. Cơ chế hấp thụ kim loại nặng của vi tảo Spirulina platensis dựa vào lực hút tĩnh điện của các nhóm chức có trên bề mặt tế bào đối với kim loại. Do đó, nồng độ vi tảo trong dung dịch ảnh hưởng rõ rệt đến hàm lượng kim loại bị loại bỏ. Khi tăng nồng độ của vi tảo tăng dần từ 0.2 lên 0.4 và 0.6 thì làm cho hiệu suất loại bỏ kim loại tăng lên nhanh chóng. Nồng độ kim loại cũng có ảnh hưởng khá rõ rệt lên khả năng hấp thụ kim loại của vi tảo. Khi sử dụng nồng độ tảo 0.6 g/l tại 3 nồng độ Cu2+ lần lượt là 160, 320 và 640 mg/l, hiệu suất hấp thụ kim loại đạt giá trị cao nhất tại nồng độ 320 mg/l. Nồng độ kim loại tăng lên sẽ làm cho tỷ lệ hấp thụ tăng lên, tuy nhiên khi tăng đến một nồng độ xác định thì tỷ lệ này sẽ giảm xuống đáng kể. TÀI LIỆU THAM KHẢO Tài liệu trong nước Nguyễn Lân Dũng, Nguyễn Đình Quyến, Phạm Văn Ty, 2003. Vi sinh vật học. Nhà xuất bản Giáo Dục. 520 trang. Nguyễn Đức Lượng, Phan Thị Huyền, Nguyễn Ánh Tuyết, 2006. Thí nghiệm Công nghệ sinh học Tập 2 – Thí nghiệm Vi sinh vật học. Nhà xuất bản Đại học Quốc gia Tp Hồ Chí Minh. 463 trang. Nguyễn Thị Thu Vân, Trần Thị Minh Hiếu, Nguyễn Duy Khiêm, Lê Xuân Mai, Nguyễn Bạch Tuyết. Thí nghiệm phân tích định lượng. Nhà xuất bản Đại học Quốc gia Tp Hồ Chí Minh. 206 trang. Tài liệu nước ngoài Kandah M, Abu Al-Rub FA, Al-Dabaybeh N. Competitive adsorption of copper-nickel and copper-cadmium binaries on SMW. Eng Life Sci 2002;8:237–43. Kandah M, Abu Al-Rub FA, Al-Dabaybeh N. The aqueous adsorption of copper and cadmium ions on sheep manure. Adsorpt Sci Technol 2003;21:501–9. Figueira MM, Volesky B, Ciminelli VST, Roddick. Biosorption of metals in brown seaweed biomass. Water Res 2000;34:196–204. Nuhoglu Y, Oguz E. Removal of copper (II) from aqueous solutions by biosorption on cone biomass Thuja orientals. Proc Biochem 2003;38:1627–31. Abu Al-Rub FA, Kandah M, Al-Dabaybeh N. Competitive adsorption of nickel and cadmium on sheep manure wastes: experimental and prediction studies. Sep Sci Technol 2003; 38:463–82. Saeed A, Iqbal M, AkhtarMW. Removal and recovery of lead(II) from single and multimetal (Cd, Cu, Ni, Zn) solutions by crop milling waste (black gram husk). J Hazard Mater 2005;117:65–73. Gong R, DingYD, Liu H, Chen Q, Liu Z. Lead biosorption by intact and pretreated Spirulina maxima biomass. Chemosphere 2005;58:125–30. Abu Al-Rub FA, El-Naas MH, Benyahia F, Ashour I. Biosorption of nickel on blank alginate beads, free and immobilized algal cells. Proc Biochem 2004;39:1767–73. Davis T, Volesky B, Mucci A. A review of the biochemistry of heavy metal biosorption by brown algae. Water Res 2003;37:4311–30. Schmitt D, Muller A, Csoger Z, Frimmel FH, Posten C. The adsorption kinetics of metal ions onto different microalgae and siliceous earth. Water Res 2001;35:779–85. Holan ZR, Volesky B. Accumulation of cadmium, lead, and nickel by fungal and wood biosorbents. Appl Biochem Biotechnol 1995;53:133–46. Roy, D., Greenlaw, P.N., Shane, B.S., 1992. Adsorption of heavy metals by green algae. J. Environ. Sci. Health A 28, 37–50. Volesky, B., Holan, Z.R., 1995. Biosorption of heavy metals. Biotechnol. Prog. 11, 235–250. Kratochvill, D., Volesky, B., 1998. Advances in the biosorption of heavy metals. Trends Biotechnol. 16, 291–300. Chang, J.S., Law, R., Chang, C.C., 1997. Biosorption of lead, copper and cadmium by biomass of Pseudomonas aeruginosa PU21. Water Res. 31, 1651–1658. Fourest, E., Volesky, B., 1996. Contribution of sulfonate groups and alginate to heavy metal bioadsorption by the dry biomass of Sargassum fluitans. Environ. Sci. Technol. 30, 277–282. Volesky, B., May, H., Holan, Z., 1993. Cadmium biosorption by S. cerevisiae. Biotechnol. Bioeng. 41, 826–829. Tobin, J.M., White, C., Gadd, G.M., 1994. Metal accumulation by fungi: application in environmental biotechnology. J. Ind. Microbiol. 13, 126–130. Holan, Z.R., Volesky, B., Prasetyo, I., 1993. Biosorption of cadmium by biomass of marine algae. Biotechnol. Bioeng. 41, 819–825. Volesky, B., 1994. Advances in biosorption of metals: selection of biomass types. FEMS Microbiol. Rev. 14, 291–302. Chong, K.H., Volesky, B., 1995. Description of two-metal biosorption equilibria by Langmuir-type models. Biotechnol. Bioeng. 47, 451– 460. Matheickal, J.T., Yu, Q., 1996. Biosorption of lead from aqueous solutions by marine alga Ecklonia radiata. Water Sci. Technol. 34, 1–7. Terry, A.P., Stone, W., 2002. Biosorption of cadmium and copper contaminated water by Scenedesmus abundans. Chemosphere 47, 249–255. Fourest, E., Volesky, B., 1996. Contribution of sulfonate groups and alginate to heavy metal bioadsorption by the dry biomass of Sargassum fluitans. Environ. Sci. Technol. 30, 277–282. Wong JPK, Wong YS, Tam NFY. Nickel biosorption by two chlorella species, C. Vulgaris (a commercial species) and C. Miniata (a local isolate). Bioresour Technol 2000;73:133–7. Hashim MA, Chu KH. Modelling the batch adsorption of copper by the microalga Chlorella vulgaris. In: Proceedings of the 6th world congress of chemical engineering, Melbourne, Australia, September 2001. p. 23–7. Gong, R., Ding, Y., Liu, H., Chen, Q., Liu, Z., 2005. Lead biosorption and desorption by intact and pretreated Spirulina maxima biomass. Chemosphere 58, 125–130. Rangsayatorn, N., Upatham, E.S., Kruatrachue, M., Pokethitiyook, P., Lanza, G.R., 2002. Phytoremediation potential of Spirulina (Arthrospira) platensis: biosorption and toxicity studies of cadmium. Environ. Pollut. 119, 45–53. Rangsayatorn, N., Pokethitiyook, P., Upatham, E.S., Lanza, G.R., 2005. Cadmium biosorption by cells of Spirulina platensis TISTR 8217 immobilized in alginate and silica gel. Environ. Int. 30, 57–63. Chojnacka, K., Chojnacki, A., Go´recka, H., 2005. Biosorption of Cr3+, Cd2+ and Cu2+ ions by blue–green algae Spirulina sp.: kinetics, equilibrium and the mechanism of the process. Chemosphere 59, 75–84. Xue, H.B., Stumm, W., Sigg, L., 1988. The binding of heavy metals to algal surfaces. Water Res. 22, 917–926. F.A. Abu Al-Rub , M.H. El-Naas, I. Ashour, M. Al-Marzouqi., 2005. Biosorption of copper on Chlorella vulgaris from single, binary and ternary metal aqueous solutions. Process Biochemistry 41, 457–464. C. Solisio, A. Lodi, P. Torre, A. Converti *, M. Del Borghi., 2005. Copper removal by dry and re-hydrated biomass of Spirulina platensis. Bioresource Technology 97, 1756–1760. Schlo¨ sser, U.G., 1982. Sammlung von Algenkulturen. Ber. Deutsch Bot. Ges. 95, 181–276. C. Solisio, A. Lodi *, D. Soletto, A. Converti., 2007. Cadmium biosorption on Spirulina platensis biomass. Bioresource Technology 99, 5933–5937 A.Converti, A.Lodi, C. Solicio, D. Soletto, M. Del Borghi, J.C.M. Carvalho., 2006. Spirulina platensis biomass as adsorbent for copper removal. Sociedad Mexicana de Nutrion y Tecnologia de Alimentos Reynosa. 85-88. Tài liệu trên mạng Internet www.moitruong.co.nr PHỤ LỤC SỐ LIỆU THÔ CÁC THÍ NGHIỆM HẤP THỤ Tảo chết 0.2g/l – Cu2+ 160mg/l Thời gian (phút) Mẫu 1 Mẫu 2 Mẫu 3 Trung bình Cu2+ còn lại (mg/l) % hấp thụ 10 1.15 1.2 1.15 1.17 187 41.67 20 1.15 1.25 1.2 1.20 192 40.00 30 1.2 1.2 1.25 1.22 195 39.17 40 1.25 1.25 1.15 1.22 195 39.17 50 1.2 1.2 1.2 1.20 192 40.00 60 1.25 1.2 1.2 1.22 195 39.17 90 1.15 1.1 1.15 1.13 181 43.33 120 1.15 1.2 1.1 1.15 184 42.50 240 1.1 1.05 1.1 1.08 173 45.83 Tảo chết 0.4g/l – Cu2+ 160mg/l Thời gian (phút) Mẫu 1 Mẫu 2 Mẫu 3 Trung bình Cu2+ còn lại (mg/l) % hấp thụ 10 1.1 1.1 1.1 1.10 176 45.00 20 1.1 1.05 1.05 1.07 171 46.67 30 1.05 1.05 1.1 1.07 171 46.67 40 1 1.1 1.05 1.05 168 47.50 50 1 1 1.05 1.02 163 49.17 60 0.95 1 1 0.98 157 50.83 90 0.95 0.95 1.05 0.98 157 50.83 120 1.05 1 1 1.02 163 49.17 240 1.1 1 1 1.03 165 48.33 Tảo chết 0.6g/l – Cu2+ 160mg/l Thời gian (phút) Mẫu 1 Mẫu 2 Mẫu 3 Trung bình Cu2+ còn lại (mg/l) % hấp thụ 10 0.9 0.95 0.95 0.93 149 53.33 20 0.75 0.7 0.75 0.73 117 63.33 30 0.7 0.7 0.7 0.70 112 65.00 40 0.7 0.7 0.7 0.70 112 65.00 50 0.75 0.75 0.75 0.75 120 62.50 60 0.65 0.6 0.7 0.65 104 67.50 90 0.7 0.7 0.7 0.70 112 65.00 120 0.65 0.75 0.65 0.68 109 65.83 240 0.75 0.75 0.7 0.73 117 63.33 Tảo chết 0.2g/l – Cu2+ 320mg/l Thời gian (phút) Mẫu 1 Mẫu 2 Mẫu 3 Trung bình Cu2+ còn lại (mg/l) % hấp thụ 10 3.1 3.2 3.2 3.17 507 20.83 20 3.05 3.1 3.1 3.08 493 22.92 30 3 3 2.95 2.98 477 25.42 40 3.05 2.95 2.95 2.98 477 25.42 50 3 3 3 3.00 480 25.00 60 3 2.95 3 2.98 477 25.42 90 2.95 3 3 2.98 477 25.42 120 3 3 3 3.00 480 25.00 240 2.95 3 2.95 2.97 475 25.83 Tảo chết 0.4g/l – 320mg/l Thời gian (phút) Mẫu 1 Mẫu 2 Mẫu 3 Trung bình Cu2+ còn lại (mg/l) % hấp thụ 10 2.2 2.3 2.1 2.2 352 45.00 20 2 2.05 2 2.02 323 49.58 30 2.1 2.15 2.2 2.15 344 46.25 40 2.2 2.2 2.1 2.17 347 45.83 50 2.15 2.15 2.2 2.17 347 45.83 60 2.15 2.15 2.15 2.15 344 46.25 90 2.15 2.1 2.15 2.13 341 46.67 120 2.1 2.15 2.15 2.13 341 46.67 240 2.1 2.1 2.25 2.15 344 46.25 Tảo chết 0.6g/l – 320mg/l Thời gian (phút) Mẫu 1 Mẫu 2 Mẫu 3 Trung bình Cu2+ còn lại (mg/l) % hấp thụ 10 1.2 1.25 1.2 1.22 195 69.58 20 1.15 1.2 1.15 1.17 187 70.83 30 1.2 1.1 1.2 1.17 187 70.83 40 1.15 1.15 1.15 1.15 184 71.25 50 1.1 1.15 1.2 1.15 184 71.25 60 1.2 1.1 1.1 1.13 181 71.67 90 1.15 1.15 1.1 1.13 181 71.67 120 1.1 1.1 1.15 1.12 179 72.08 240 1.1 1.2 1.2 1.17 187 70.83 Tảo sống 0.2g/l – 160mg/l Thời gian (phút) Mẫu 1 Mẫu 2 Mẫu 3 Trung bình Cu2+ còn lại (mg/l) % hấp thụ 10 1.8 1.75 1.8 1.78 285 10.83 20 1.75 1.7 1.6 1.68 269 15.83 30 1.7 1.8 1.65 1.72 275 14.17 40 1.75 1.7 1.7 1.72 275 14.17 50 1.75 1.75 1.7 1.73 277 13.33 60 1.8 1.75 1.65 1.73 277 13.33 90 1.7 1.65 1.8 1.72 275 14.17 120 1.75 1.65 1.8 1.73 277 13.33 240 1.65 1.75 1.75 1.72 275 14.17 Tảo sống 0.4g/l – 160mg/l Thời gian (phút) Mẫu 1 Mẫu 2 Mẫu 3 Trung bình Cu2+ còn lại (mg/l) % hấp thụ 10 1.8 1.7 1.75 1.75 280 12.50 20 1.5 1.5 1.6 1.53 245 23.33 30 1.55 1.5 1.6 1.55 248 22.50 40 1.65 1.65 1.55 1.62 259 19.17 50 1.6 1.5 1.55 1.55 248 22.50 60 1.6 1.55 1.65 1.60 256 20.00 90 1.6 1.6 1.6 1.60 256 20.00 120 1.65 1.6 1.6 1.62 259 19.17 240 1.65 1.6 1.65 1.63 261 18.33 Tảo sống 0.6g/l – 160mg/l Thời gian (phút) Mẫu 1 Mẫu 2 Mẫu 3 Trung bình Cu2+ còn lại (mg/l) % hấp thụ 10 1.4 1.3 1.4 1.37 219 31.67 20 1.15 1.2 1.2 1.18 189 40.83 30 1.4 1.3 1.3 1.33 213 33.33 40 1.3 1.4 1.35 1.35 216 32.50 50 1.3 1.2 1.25 1.25 200 37.50 60 1.2 1.3 1.2 1.23 197 38.33 90 1.25 1.3 1.35 1.30 208 35.00 120 1.25 1.3 1.3 1.28 205 35.83 240 1.3 1.35 1.3 1.32 211 34.17 Tảo sống 0.2g/l – 320mg/l Thời gian (phút) Mẫu 1 Mẫu 2 Mẫu 3 Trung bình Cu2+ còn lại (mg/l) % hấp thụ 10 2.7 2.6 2.7 2.67 427 33.33 20 2.5 2.55 2.55 2.53 405 36.67 30 2.65 2.6 2.7 2.65 424 33.75 40 2.7 2.65 2.65 2.67 427 33.33 50 2.65 2.6 2.7 2.65 424 33.75 60 2.65 2.65 2.6 2.63 421 34.17 90 2.6 2.65 2.7 2.65 424 33.75 120 2.6 2.65 2.6 2.62 419 34.58 240 2.65 2.65 2.65 2.65 424 33.75 Tảo sống 0.4g/l – 320mg/l Thời gian (phút) Mẫu 1 Mẫu 2 Mẫu 3 Trung bình Cu2+ còn lại (mg/l) % hấp thụ 10 2.4 2.45 2.5 2.45 392 38.75 20 2.25 2.3 2.3 2.28 365 42.92 30 2.5 2.55 2.5 2.52 403 37.08 40 2.35 2.35 2.4 2.37 379 40.83 50 2.4 2.5 2.35 2.42 387 39.58 60 2.5 2.5 2.55 2.52 403 37.08 90 2.45 2.4 2.45 2.43 389 39.17 120 2.35 2.35 2.35 2.35 376 41.25 240 2.5 2.5 2.55 2.52 403 37.08 Tảo sống 0.6g/l – 320mg/l Thời gian (phút) Mẫu 1 Mẫu 2 Mẫu 3 Trung bình Cu2+ còn lại (mg/l) % hấp thụ 10 1.2 1.2 1.1 1.17 187 70.83 20 1 1.05 1.05 1.03 165 74.17 30 1.05 1.05 1 1.03 165 74.17 40 1.1 1.05 1 1.05 168 73.75 50 1 1.15 1 1.05 168 73.75 60 1.05 1.1 1.1 1.08 173 72.92 90 1.1 1.1 1.1 1.10 176 72.50 120 1.05 1.1 1.1 1.08 173 72.92 240 1.05 1.05 1.1 1.07 171 73.33 Tảo chết 0.6g/l – 640mg/l Thời gian (phút) Mẫu 1 Mẫu 2 Mẫu 3 Trung bình Cu2+ còn lại (mg/l) % hấp thụ 10 5.1 5.15 5.05 5.10 816 36.25 20 4.95 4.95 5 4.97 795 37.92 30 4.9 4.95 4.95 4.93 789 38.33 40 4.85 4.9 4.9 4.88 781 38.96 50 4.85 4.85 4.85 4.85 776 39.38 60 4.85 4.85 4.85 4.85 776 39.38 90 4.85 4.8 4.8 4.82 771 39.79 120 4.85 4.85 4.85 4.85 776 39.38 240 4.8 4.85 4.9 4.85 776 39.38 Tảo sống 0.6g/l – 640mg/l Thời gian (phút) Mẫu 1 Mẫu 2 Mẫu 3 Trung bình Cu2+ còn lại (mg/l) % hấp thụ 10 2.7 2.6 2.65 2.65 424 66.88 20 2.65 2.6 2.6 2.62 419 67.29 30 2.6 2.6 2.5 2.57 411 67.92 40 2.65 2.6 2.6 2.62 419 67.29 50 2.5 2.55 2.5 2.52 403 68.54 60 2.5 2.5 2.5 2.50 400 68.75 90 2.55 2.5 2.4 2.48 397 68.96 120 2.45 2.45 2.5 2.47 395 69.17 240 2.5 2.4 2.4 2.43 389 69.58 Thành phần các môi trường sử dụng để nuôi tảo Môi trường Zarrouk: gồm 10ml dung dịch cơ bản và 16,8g NaHCO3 pha thành 1(l). Trong đó, dung dịch cơ bản gồm (g/l): K2HPO4 0,5 CaCl2.2H2O 0,04 NaNO3 2,5 FeSO4.7H2O 0,01 K2SO4 1 NaCl 1 EDTA 0,08 MgSO4.7H2O 0,2 Môi trường 2: môi trường SSM (Synthentic Spirulina Medium). Trong 500ml có chứa (g): NaHCO3 13,61 Na2CO3 4,03 KH2PO4 0,4 NaNO3 2,5 KCl 0,5 NaCl 1,0 MgSO4.7H2O 0,2 CaCl2.2H2O 0,01 Na2EDTA 0,08 Trace 0,25 (ml) Môi trường Schlosser: thành phần có trong 1 lít bao gồm (g): NaHCO3 13,61 Na2CO3 4,03 KH2PO4 0,50 NaNO3 2,50 K2SO4 1,00 NaCl 1,00 MgSO4.7H2O 0,20 CaCl2.2H2O 0,04 pH 9.6