Luận án Nghiên cứu nuôi cấy tế bào cây nghệ đen (Curcuma zedoaria Roscoe) và khảo sát khả năng tích lũy một số hợp chất có hoạt tính sinh học của chúng

curcumin của tế bào nghệ đen sau 2-18 ngày nuôi cấy trong hệ lên men 10 L 3.4.4. Xác định sesquiterpene Sesquiterpennoid là các hợp chất C15 được tạo thành bởi liên kết của 3 đơn vị isoprenoid. Chúng có mặt trong nhiều tổ chức sống bao gồm thực vật bật cao. Khoảng 140 hợp chất sesquitertene khác nhau được tách chiết từ chi Curcuma và được chia thành 10 nhóm cấu trúc khác nhau. Tuy nhiên, hầu hết các hợp chất này nằm trong 3 nhóm chính là bisabolane, germacrane và guaiane. 74 Sự phân bố của sesquiterpene trong tế bào nghệ đen được phân tích bằng HPLC. Kết quả cho thấy, sự hiện diện của các peak phân tách trong củ nghệ tự nhiên nhiều hơn trong tế bào huyền phù (Hình 3.13). Nhìn chung, các peak có thời gian lưu liên quan với các hợp chất sesquiterpene (được đánh số từ 1-9) trong củ nghệ và tế bào huyền phù có chiều cao phổ hấp thụ (mAU) khác nhau, đặc biệt là peak số 1 và 4 (Bảng 3.17). Chẳng hạn, peak số 1 (thời gian lưu 4,7 phút) có độ hấp thụ là 6,05 mAU trong củ nghệ nhưng chỉ đạt 2,55 mAU trong tế bào huyền phù, ngược lại peak số 4 (thời gian lưu 7,5 phút) ở tế bào huyền phù có độ hấp thụ là 7,33 mAU còn củ nghệ là 2,23 mAU. Một số peak hiện diện trong củ nghệ (5-8) thì không có hoặc chỉ có ở dạng vết (< 1 mAU) trong tế bào huyền phù. Tuy nhiên, ở tế bào huyền phù lại xuất hiện những peak mới (không đánh số) với các thời gian lưu xấp xỉ 6,8; 7,8; 8,2 và 9,2 phút tương ứng với độ hấp thụ 1,38-4,10; 5,62-7,54; 1,70-8,41 và 1,06-8,38 mAU. Kết quả này cho thấy, trong quá trình nuôi cấy tế bào đã xuất hiện sự chuyển hóa sinh học của các sesquiterpen, tạo ra những hợp chất sesquiterpen khác so với củ nghệ tự nhiên. Bảng 3.17. Chiều cao phổ hấp thụ (mAU) của sesquiterpene trong tế bào nuôi cấy ở hệ lên men 10 L và tế bào củ nghệ tự nhiên Hợp chất sesquiterpene (số)/thời gian lưu (phút) Thời gian nuôi cấy (ngày) 1/4,7 2/5,1 3/6,0 4/7,5 5/12,7 6/13,8 7/19,2 8/20,5 9/26,7 2 2,11 - 2,49 5,99 - vết vết vết - 4 1,93 - 2,23 5,76 - vết vết vết - 6 1,15 vết 2,81 3,17 - vết - - - 8 1,06 - 1,54 3,57 - - - - - 10 1,22 - 1,02 4,05 - vết vết - - 12 1,04 vết 2,14 3,29 - vết - vết - 14 2,55 1,59 - 7,33 - vết - vết - 16 1,58 - 3,82 4,04 - vết - - - 18 2,36 1,15 1,15 5,11 - vết - vết - MTN 6,05 2,59 2,15 2,23 6,23 1,46 3,59 1,29 1,19 MTN: củ của cây nghệ đen 01 năm tuổi 75 76 Hình 3.13. Phổ HPLC của sesquiterpene. A: Củ nghệ đen tự nhiên; B: tế bào nghệ đen nuôi cấy trong hệ lên men 10 L từ 2 đến18 ngày Sakui và cs (1992) đã nuôi cấy tế bào callus nghệ đen hơn 2 năm để khảo sát sự chuyển hóa sinh học của sesquiterpene và chứng minh có sự chuyển hóa sesquiterpen mạch vòng thành viên số 10 thuộc nhóm germacrone thành sesquiterpene thuộc nhóm guaiane. Chuyển hóa sinh học trong nuôi cấy in vitro tế bào thực vật cũng đã được thông báo ở nhiều loài chẳng hạn, Sakamoto và cs (1994) nuôi cấy tế bào của các cây Lonicera japonica, Bupleurum falcatum, Polygonum tinctorium và Solidago altissima đã nhận thấy có sự chuyển hóa germecrone thành guaiane, eudesmane và secoguaiane; Hashimoto và cs (1999) nuôi cấy tế bào cây Heteroscyphus planus nhận thấy có sự chuyển hóa cubenene thành 7-hydroxycalamene; Chuyển hóa geranyl acetate và linalyl acetate thành geraniol, linalool, a-terpineol cũng đã xuất hiện trong nuôi cấy tế bào cây Peganum harmala [192]. Như vậy, nuôi cấy tế bào thực vật được xem là một phương thức hiệu quả sản xuất các hợp chất thứ cấp cũng như các chất chuyển hóa của chúng (Rao và Ravishankar, 2002). Kết quả nghiên cứu của chúng tôi cho thấy có sự tích lũy một số hợp chất sesquiterpene trong tế bào nghệ đen nuôi cấy in vitro giống như trong củ nghệ tự nhiên, đồng thời trong tế bào cũng đã xuất hiện một số sesquiterpene khác với củ tự nhiên (có thể do chuyển hóa sinh học); kết quả này có thể gợi ý quan trọng trong sản xuất sesquiterpene cũng như các hợp chất thứ cấp mới có hoạt tính sinh học quý thông qua nuôi cấy huyền phù tế bào cây nghệ đen. 77 3.5. HOẠT TÍNH KHÁNG KHUẨN CỦA TINH DẦU TẾ BÀO NGHỆ ĐEN Kết quả trình bày ở bảng 3.18 cho thấy, tinh dầu tách chiết từ tế bào và củ nghệ đen tự nhiên đều có khả năng ức chế sinh trưởng của cả 3 loài vi khuẩn: Escherichi coli, Staphylococcus aureus và Bacills cereus. Nhìn chung, tinh dầu thu được từ tế bào nghệ đen có khả năng kháng khuẩn cao nhất thể hiện qua đường kính vòng ức chế (Hình 3.14). Tinh dầu tế bào nuôi cấy ức chế mạnh nhất đối với S. aureus (đường kính vô khuẩn 31 mm), sau đó đến B. cereus (22,33 mm) và kém nhất đối với E. coli (18,33 mm). Trong khi đó, khả năng ức chế sinh trưởng của tinh dầu củ nghệ đen tự nhiên đối với B. cereus và E. coli là tương đương nhau (16 mm và 17,67 mm), kém nhất là đối với S. aureus chỉ đạt 14 mm. Hình 3.14. Khả năng kháng khuẩn của tinh dầu nghệ đen. A: E. coli ATCC 25922. B: B. cereus ATCC 11778. C: S. aureus ATCC 6538. ĐC: đối chứng. TN: tinh dầu củ nghệ đen tự nhiên. TB: tinh dầu của tế bào nghệ đen 78 Bảng 3.18. Khả năng kháng khuẩn của tinh dầu tế bào nghệ đen Đường kính vòng vô khuẩn D-d (mm) Vi khuẩn Đối chứng Tinh dầu tế bào Tinh dầu củ nghệ B. cereus ATCC 11778 0 22,33b 16,00a E. coli ATCC 25922 0 18,33b 17,67a S. aureus ATCC 6538 0 31,00a 14,00a Đối chứng: không có tinh dầu nghệ đen Theo nghiên cứu của nhiều tác giả, vi khuẩn Gram âm thường ít nhạy cảm với hoạt tính của nhiều loại tinh dầu hơn vi khuẩn Gram dương (Dorman 2000; Ruberto và cs 2000; Senatore và cs 2000; Tsigarida và cs 2000). Điều này có thể do sự khác nhau về cấu trúc thành tế bào giữa vi khuẩn Gram âm và Gram dương. Vi khuẩn Gram âm có lớp màng bao quanh thành tế bào, chính lớp này đã ngăn cản sự khuếch tán của các hợp chất kỵ nước thông qua lớp chất lipopolysaccharide (LPS). Ngược lại, các vi khuẩn Gram dương không có lớp màng này nên tinh dầu có thể tiếp xúc trực tiếp với lớp LSP thành tế bào vi khuẩn, do đó làm tăng khả năng thấm của các ion, sự thất thoát các hợp chất nội bào hoặc làm suy yếu hệ thống enzyme của vi khuẩn (Cowan, 1999; Wendakoon và Sakaguchi, 1995). Một số nghiên cứu chỉ ra rằng, các hợp chất thu được từ tế bào thực vật nuôi cấy in vitro có khả năng kháng các loại vi sinh vật. Kết quả nghiên cứu của Paré và cs (1991) cho thấy, hợp chất aurone tách chiết từ tế bào cây Cephalocereus senilis nuôi cấy huyền phù có khả năng ức chế sinh trưởng của các vi khuẩn Gram âm. Robles-Zepeda và cs (2009) cũng nhận thấy, các chất kháng vi sinh vật (phytoalexin) tách chiết từ tế bào cây xương rồng (Mamillaria huitzilopochitli) nuôi cấy huyền phù có khả năng ức chế sinh trưởng của 8 loài nấm gây bệnh ở thực vật. Trên đối tượng cây nghệ đen, đã có một số công trình nghiên cứu khả năng kháng khuẩn của tinh dầu, tuy nhiên việc khảo sát hoạt tính kháng khuẩn 79 chủ yếu từ tinh dầu chiết rút ở củ nghệ đen ngoài tự nhiên. Srvidya và cs (2009) nghiên cứu cho thấy, tinh dầu của củ nghệ đen ở Ấn Độ có tác dụng ức chế một số vi khuẩn, trong đó tác dụng ức chế sinh trưởng mạnh đối với vi khuẩn B. cereus nhưng tương đối với E. coli và S. aureus [149]. Wilson và cs (2005) nghiên cứu tính kháng khuẩn của tinh dầu nghệ đen tự nhiên ở Nam Ấn Độ cũng cho thấy, nó ức chế sinh trưởng nhiều loài vi sinh vật nhưng không ức chế S. aureus và E. coli [176]. Kết quả nghiên cứu của chúng tôi cho thấy, tinh dầu thu được từ tế bào nghệ đen nuôi cấy in vitro có khả năng ức chế sinh trưởng của cả 3 loài vi khuẩn kiểm định là S. aureus, B. cereus và E. coli. 80 KẾT LUẬN VÀ ĐỀ NGHỊ  KẾT LUẬN Trên cơ sở các kết quả thu được, chúng tôi rút ra những kết luận sau đây: 1. Môi trường cơ bản MS có 20 g/L sucrose, 0,8% agar, bổ sung thêm BA 0,5 mg/L và 2,4-D 0,5 mg/L thích hợp cho nuôi cấy callus từ bẹ lá cây nghệ đen in vitro. Callus được tạo thành có màu có màu vàng, rắn và rời rạc được dùng làm nguyên liệu để thiết lập nuôi cấy huyền phù.tế bào. 2. Môi trường cơ bản MS có 30 g/L sucrose, bổ sung thêm BA 0,5 mg/L và 2,4-D 1,5 mg/L, tốc độ lắc 120 vòng/phút thích hợp cho sinh trưởng của tế bào nghệ đen trong bình tam giác 250 ml. Sinh khối đạt cực đại là 10,44 g tươi (0,66 g) sau 14 ngày khi nuôi cấy với cỡ mẫu là 3 g. 3. Môi trường cơ bản MS có 30 g/L sucrose, bổ sung thêm BA 0,5 mg/L và 2,4-D 1,5 mg/L, tốc độ khuấy 150 vòng/phút, tốc độ sục khí 2,5 L/phút thích hợp cho sinh trưởng của tế bào nghệ đen trong hệ lên men 10 L. Sinh khối đạt cực đại là 603 g tươi (53,25 g khô) sau 14 ngày nuôi cấy với cỡ mẫu là 200 g. 4. Hàm lượng tinh dầu trong tế bào đạt cao nhất là 2,57% khối lượng khô sau 14 ngày nuôi cấy, gấp khoảng 1,6 lần tinh dầu ở củ cây nghệ đen tự nhiên 1 năm tuổi. Hàm lượng curcumin trong tế bào đạt cao nhất là 1,16% sau 14 ngày nuôi cấy, gấp khoảng 2,7 lần curcumin ở củ cây nghệ đen tự nhiên 1 năm tuổi. Đã có chuyển hóa sinh học curcuminoid trong nuôi cấy tế bào. Hàm lượng polysaccharide trong tế bào cao nhất là 6,55% khối lượng khô sau 10 ngày nuôi cấy, thấp hơn ở củ nghệ tự nhiên khoảng 1,4 lần. Có sự tích lũy các hợp chất sesquiterpene trong tế bào nuôi cấy. Thành phần sesquiterpene hiện diện trong tế bào huyền phù ít hơn so với củ cây nghệ 1 năm tuổi. Trong tế bào có 3-4 peak của sesquiterpene giống như tế bào củ nghệ. Đã có chuyển hóa sinh học sesquiterpene trong nuôi cấy tế bào. 81 5. Tinh dầu tế bào cây nghệ đen có khả năng ức chế mạnh sinh trưởng của 3 chủng vi khuẩn B. cereus ATCC 11778 (đường kính vô khuẩn 31 mm), S. aureus ATCC 6538 (22,33 mm) và E. coli ATCC 25922 (18,33 mm). Nhìn chung, khả năng kháng khuẩn của tinh dầu thu hồi từ tế bào nuôi cấy in vitro khá cao. ĐỀ NGHỊ 1. Nghiên cứu cải thiện khả năng tích lũy các hoạt chất sinh học trong tế bào nghệ đen. 2. Nghiên cứu thành phần và hoạt tính của curcuminoid, sesquiterpenes, polysaccharides được sản xuất từ tế bào nghệ đen. 82 NHỮNG CÔNG TRÌNH ĐÃ ĐƯỢC CÔNG BỐ LIÊN QUAN ĐẾN LUẬN ÁN 1. Nguyen Hoang Loc, Vo Chau Tuan, Doan Huu Nhat Binh, Truong Thi Bich Phuong, Tae-Geum Kim and Moon-Sik Yang (2009), “Accumulation of sesquiterpenes and polysaccharides in cells of zedoary (Curcuma zedoaria Roscoe) cultured in a 10 L bioreactor”, Biotechnology and Bioprocess Engineering 14, pp. 619-624. 2. Võ Châu Tuấn, Nguyễn Hoàng Lộc (2010), “Sản xuất curcumin từ tế bào nghệ đen (Curcuma zedoaria Roscoe) nuôi cấy trong hệ lên men 10 L”, Tạp chí Công nghệ Sinh học, 8(3B), tr. 1459-1464. 3. Nguyễn Thị Phúc Lộc, Võ Châu Tuấn, Nguyễn Hoàng Lộc (2010), “Khảo sát hoạt tính kháng khuẩn của tinh dầu chiết xuất từ tế bào nghệ đen (Curcuma zedoaria Roscoe) nuôi cấy trong hệ lên men 10 L”, Tạp chí Công nghệ Sinh học 8(3B), pp. 1465-1471. 4. Vo Chau Tuan, Vu Duc Hoang, Nguyen Hoang Loc (2011), “Cell suspension culture of zedoary (Curcuma zedoaria Roscoe)”, VNU Journal of Science, Natural Sciences and Technology 27, pp. 64-70. 83 TÀI LIỆU THAM KHẢO Tiếng Việt 1. Lê Quý Bảo (2004), “Các cấu tử dễ bay hơi của thân rễ Nga truật (Curcuma zedoaria Roscoe) trồng ở tỉnh Nghệ An và Hà Tĩnh”, Tạp chí Dược học 343, tr. 9-11. 2. Phan Minh Giang, Văn Ngọc Hưng, Phan Tống Sơn (1997), “Đóng góp vào việc nghiên cứu các sesquiterpenoid trong thân rễ nghệ đen (Curcuma zedoaria Roscoe)”, Tạp chí Hóa học và Công nghiệp Hóa chất 4, tr. 9-11. 3. Trần Thị Việt Hoa, Trần Thị Phương Thảo, Vũ Thị Thanh Tâm (2007), ”Thành phần hóa học và tính kháng oxy hóa của nghệ đen (Curcuma zedoaria) trồng ở Việt Nam”, Tạp chí Phát triển KH&CN 10(4), tr. 37-47. 4. Vũ Văn Hợp, Vũ Xuân Phương (2003), “Các loài chứa alkaloid trong họ Cà (Solanaceae Juss.) ở Việt Nam”, Tạp chí Sinh học 25(4), tr. 27-31. 5. Bùi Văn Lệ, Nguyễn Ngọc Hồng (2006). “Ảnh hưởng của chất điều hòa tăng trưởng thực vật và đường saccharose lên dịch nuôi cấy huyền phù tế bào dừa cạn (Catharanthus rouse)”, Tạp chí Phát triển KH &CN 9, tr. 59-66. 6. Phạm Thị Tố Liên, Võ Thị Bạch Mai (2007), “Bước đầu nghiên cứu sự tạo dịch treo tế bào cây Đinh lăng (Polyscias fruticosa Harms)”, Tạp chí phát triển KH &CN 10(7), tr. 11-16. 7. Nguyễn Hoàng Lộc (2007), Giáo trình Công nghệ tế bào, Nxb Đại học Huế. 8. Nguyễn Hoàng Lộc, Đoàn Hữu Nhật Bình, Phan Đức Lâm, Phan Thị Á Kim, Trương Thị Bích Phượng (2008), “Nghiên cứu khả năng tích lũy asiaticoside trong mô sẹo rau má (Centella asiatica (L.) Urban)”, Tạp chí Công nghệ sinh học 6(4B), 873-881. 84 9. Đỗ Tất Lợi (2004), Những cây thuốc và vị thuốc Việt Nam, Nxb. Y học, Hà Nội. 10. Lã Đình Mỡi, Lưu Đàm Cư (2002), Tài nguyên thực vật có tinh dầu ở Việt Nam, Tập 2, Nxb. Nông nghiệp, Hà Nội, tr. 245-250. 11. Dương Tấn Nhựt, Nguyễn Trịnh Đôn, Nguyễn Thị Thanh Hiền, Đinh Văn Khiêm, Lê Thị Xuân (2007), “Nuôi cấy tế bào và phục hồi mô sẹo từ huyền phù tế bào cây thông đỏ Himalaya (Taxus wallichiaana Zucc.)”, Tạp chí Công nghệ Sinh học 5(2), tr. 205-215. 12. Nguyễn Quang Thạch, Nguyễn Thị Lý Anh, Phạm Kim Ngọc, Trần Văn Minh, NguyễnThị Phương Thảo (2009), Cơ sở công nghệ sinh học- Công nghệ sinh học tế bào, Tập 3, Nxb. Giáo dục, Hà Nội. 13. Lê Thị Hà Thanh, Đoàn Hữu Nhật Bình, Nguyễn Hoàng Lộc (2009), “Sản xuất glycoalkaloid từ tế bào cây cà gai leo (Solanum hainanense Hance)”, Hội nghị Công nghệ sinh học toàn quốc, Nxb. Khoa học và Kỹ thuật, Hà Nội, tr. 697-700. 14. Nguyễn Đức Thành (2000), Nuôi cấy mô tế bào thực vật – Nghiên cứu và ứng dụng, Nxb Nông nghiệp, Hà Nội. 15. Nguyễn Bích Thu, Phạm Kim Mãn (2000), “Nghiên cứu phương pháp định lượng glycoalkaloid trong cây cà gai leo (Solanum hainanense Hance) bằng phương pháp acid màu”, Tạp chí Dược liệu 5(4), tr. 104-108. 16. Lê Thị Thủy Tiên, Bùi Trang Việt, Nguyễn Đức Lượng (2006), “Tạo mô sẹo và dịch huyền phù tế bào có khả năng snả xuất taxol từ lá và thân non cây thông đỏ Taxus wallichiana Zucc.”, Tạp chí Công nghệ Sinh học 4(2), tr. 221-226. 17. Vũ Văn Vụ (1999), Sinh lý thực vật ứng dụng, Nxb Giáo dục, Hà Nội. 85 Tiếng Anh 18. Anisuzzaman M., Sharmin A., Mondal S.C., Sultana R., Khalekuzzâmn M., Alam I., Alam M.F. (2008), “In vitro microrhizome in Curcuma zedoaria (Christm.) Roscoe-a conservation prioritized medicinal plant”, Biological Sciences 8(7), pp. 1216-1220. 19. Arnason J.T., Mata R., Romeo J.T. (1995), Phytochemistry of medicinal plants, Plenum Press, New York. 20. Aslam J., Mujib A., Nasim S.A., Sharma M.P. (2009), “Screening of vincristine yield in ex vitro and in vitro somatic embryos derived plantlets of Catharanthus roseus L. (G) Don.”, Sci Hort 119, pp. 325- 329. 21. Bharalee R., Das A., Kalita M.C. (2005), In vitro clonal propagation of Curcuma caesia Roxb and Curcuma zedoaria Rosc. from rhizome bud explants”, Journal of Plant Biochemistry and Biotechnology 14, pp. 61-63. 22. Bouque V., Bourgaud F., Nguyen C., Guckert A. (1998), “Production of daidzein by callus cultures of Psoralea species and comparison with plants”, Plant Cell Tissue and Organ Culture 53, pp. 35-40. 23. Bourgaud F., Gravot A., Milesi S., Gontier E. (2001), “Production of plant secondary metabolites: a historical perspective”, Plant Science 161, pp. 839-851. 24. Bu’lok J., Kristiansen B. (1987), Basic Biotechnology, Academic Press, London, pp. 525-544. 25. Bugno1 A., Nicoletti M.A., Almodóvar A.A.B., Pereira T.C., Auricchio M.T. (2007), “Antimicrobial efficacy of Curcuma zedoaria extract as assessed by regression compared with comercial mouthrinses mouthrises”, Brazilian Journal of Microbiology 38, pp. 440-445. 86 26. Canter P.H., Thomas H., Ernst E. (2005), “Bringing medicinal plants into cultivation: opportunities and challenges for biotechnology”, Trends Biotechnol 23, pp. 180-185. 27. Carvalho F.R., Vassão R.C., Nicoletti M.A., Maria D.A. (2010), “Effect of Curcuma zedoaria crude extract against tumor progression and immunomodulation”, Venom Anim Toxins incl Trop Dis 16, pp. 324-341. 28. Champakaew D., Choochote W., Pongpaibul Y., Chaithong U., Jitpakdi A., Tuetun B., Pitasawat B. (2007), “Larvicidal efficacy and biological stability of a botanical natural product, zedoary oilimpregnated sand granules, against Aedes aegypti”, Parasitol Res 100, pp. 729-737. 29. Chan L.K., Thong W.H. (2004), “In vitro propagation of Zingiberaceae species with medicinal properties”, plant Biotechnol 6, pp. 181-188. 30. Chaplin M.F., Kennedy J.F. (1994), Carbohydrate analysis. A practical approach, 2nd ed., Oxford University Press, Oxford, UK., pp. 143-204. 31. Chattopadhyay S., Farkya S., Srivastava A.K., Bisaria V.S. (2002), “Bioprocess considerations for production of secondary metabolites by plant cell suspension cultures”, Biotechnol Bioprocess Eng 7, pp. 138-149. 32. Chena W., Lua Y., Gao M., Wua J., Wanga A., Shic R. (2010), “Antiangiogenesis effect of essential oil from Curcuma zedoaria in vitro and in vivo”, Ethnopharmacology Doi:10.1016/j.jep.2010.09.031. 33. Choi D.S., Andrade M.H.C., Willis L.B., Cho C., Schoenheit J., Boccazzi P., Sambanthamurthi R., Sinskey A.J., Rha C. (2008), “Effect of agitation and aeration on yield optimization of oil palm suspension culture”, Journal of Oil palm Research Special Issue on Malaysia-MIT Biotechnology Partnership Programme, 1, pp. 23-34. 34. Christen A.A., Bland J., Gibson G.M. (1989), “Cell cultures as a means to produce taxol”, Proc Am Assoc Cancer Res 30, pp. 566. 87 35. Davey M.R., Anthony P. (2010), Plant Cell Culture, John Wiley & Sons, Ltd. 36. Duke J.A. (2003), CRC Handbook of Medicinal Spices, CRC Press, Boca Raton, USA. 37. Eibl R., Werner S., Eibl D. (2009), “Bag bioreactor based on wave induced motion: characteristics and applications” Adv Biochem Eng Biotechno 115, pp. 55-87. 38. Eibl R., Eibl D. (2002), “Bioreactors for plant cell and tissue cultures”, In: Oksman-Caldentey K-M, Barz W (eds) Plant biotechnology and transgenic plants, Marcel Dekker, New York, pp 165-199. 39. Eibl R., Eibl D. (2006), In Plant Tissue Culture Engineering. Focus on Biotechnology, vol 6, Springer Berlin-Heidelberg-New York, pp. 203-227. 40. Eibl R., Eibl D. (2008), “Design of bioreactors suitable for plant cell and tissue culture”, Phytochem Rev 7, pp. 593-598. 41. Fett-Neto A.G., Pennington J.J., DiCosmo F. (1995), “Effect of white light on taxol and baccatin III accumulation in cell cultures of Taxus cuspidata Sieb and Zucc.”, Plant Physiol 146, pp. 584-590. 42. Fett-Neto A.G., Zhang W.Y., DiCosmo F. (1994), “Kinetics of taxol production, growth and nutrient uptake in cell suspensions of Taxus cuspidate”, Biotechnology and Bioengineering 44, pp 205-210. 43. Ficker C.E., Smith M.L., Susiarti S., Leaman D.J., Irawati C., Arnason J.T. (2003), “Inhibition of human pathogenic fungi by members of Zingiberaceae used by the Kenyah (Indonesian Borneo)”, Ethnopharmacol 85, pp. 289-293. 44. Fulzele D.P. (2000), Bioreactor technology for large scale cultivation of plant cell suspension cultures and production of bioactive compounds, BARC Newsletter. 88 45. Furuya T. (1988), Saponins (ginseng saponins). Cell cultures and somatie cell genetics of plants, vol 5, Academic Press, San Diego, CA, pp. 213-234. 46. Garg S.N., Naquvi A.A., Bansal R.P., Bahl J.R., Kumar S. (2005), “Chemical composition of the essential oil from the leaves of Curcuma zedoaria Rosc. of Indian origin”, Essent Oil Res 17, pp. 29-31. 47. Gautam P.L., Raina R., Srivastava U., Raychaudhuri S.P., Singh B.B. (1998), Prospects of medicinal plants, Indian Society of Plant Genetic Resources, NBPGR, New Delhi. 48. Georgiev M.I., Weber J., Maciuk A. (2009), “Bioprocessing of plant cell cultures for mass production of targeted compounds”, Appl Microbiol Biotechnol 83, pp. 809-823. 49. Gou Y., Zhang Z. (2005), “Establishment and plant regeneration of somatic embryogenic cell suspension cultures of Zingiber officinale Rosc.”, Scientia Horticulturae, 107, pp. 90-96. 50. Gunter E. A., Ovodo Y. S. (2003), “Production of polysaccharides by Silene vugaris callus culture depending on carbohydrate of the medium”, Nauka Interperiodica 68(6), pp. 882-889. 51. Guirib-Fakim A. (2006), “Medicinal plants: Tradition of yesterday and drugs of tomorrow”, Mol Aspects Med 27(1), pp. 1-93. 52. Gupta S.D., Ibaraki Y. (2006), Plant Tissue Culture Engineering, Springer, Printed in the Netherlands. 53. Haas C., Weber J., Ludwig-Mueller J., Deponte S., Bley T., Georgiev M. (2008), “Flow cytometry and phytochemical analysis of a sunflower cell suspension culture in a 5-L bioreactor”, Z Naturforsch 63, pp. 699-705. 54. Halina S.L., Leslaw P. (2003), “The effect of carbohydrate source on the development of Brassica napus L. immature embryos in vitro”, ACTA Biologica Cracoviensia Series Botanica 45(2), pp. 83-190. 89 55. Hanif R., Qiao L., Shiff S.J., Rigas B, (1997), “Curcumin, a natural plant phenolic food additive, inhibits cell proliferation and induces cell cycle changes in colon adenocarcinoma cell lines by a prostaglandin- independent pathway”, Lab Clin Med 130(6), pp. 576-584. 56. Hara M., Kitamura T., Fukui H., Tabata M. (1993), “Induction of berberine biosynthesis by cytokinins in Thalictrum minus cell suspension cultures”, Plant Cell Reports 12, pp. 70-73. 57. Hara M., Kobayashi Y., Fukui H., Tabata M. (1991), “Enhancement of berberine production by spermidine in Thalictrum minus cell suspension cultures”, Plant Cell Rep 10, pp. 494-497. 58. Hong C.H., Hur S.K., Oh O.J., Kim S.S., Nam K.A., Lee S.K. (2002), “Evaluation of natural products on inhibition of inducible cyclooxygenase (COX-2) and nitric oxide synthase (iNOS) in cultured mouse macrophage cells”, Ethnopharmacol 83, pp. 153-159. 59. Hong H.C., Noh M.S., Lee W.Y., Lee S.K. (2002), “Inhibitory effects of natural sesquiterpenoids isolated from the rhizome of Curcuma zedoaria on prostaglandin E2 and nitric oxide production”, Planta Medica 68, pp. 545-547. 60. Hu W.W., Yao H.U., Zhong J.J. (2001), “Improvement of Panax notoginseng cell cultures for production of ginseng saponin and polysaccharide by high-density cultivation of pneumatically agitated bioreactors”, Biotechnol Prog 17, pp. 838-846. 61. Hu Z.B., Alfermann A.W. (1993), “Diterpenoid production in hairy root cultures of Salvia miltiorrhiza”, Phytochemistry 32, pp. 699-703. 62. Huang S.H., Shen Y.W., Chan H.S. (2002), “Development of bioreactor operation strategy for L-DOPA production using Stizolobium hassjoo suspension culture”, Enzyme Microb Technol 30, pp. 779-791. 90 63. Jang M.K., Sohn D.H., Ryu J.H. (2001), “A curcuminoid and sesquiterpenes as inhibitors of macrophage TNF-alpha release from Curcuma zedoaria”, Planta Med 67(6), pp. 550-552. 64. Jang M.K., Sohn D.H., Ryu J.H. (2004), “A curcuminoid and two sesquiterpenoids from Curcuma zedoaria as inhibitors of nitric oxide synthesis in activated macrophages”, Arch. Pharm. Res. 27, pp. 1220-1225. 65. Jennewein S., Park H., Dejong J.M., Long R.M., Bollon A.P., Croteau RB (2005), “Coexpression in yeast of Taxus cytochrome P450 reductase with cytochrome P450 oxygenases involved in taxol biosynthesis”, Biotechnol Bioeng 89, pp. 588-598. 66. Jiang M.C., Yang-Yen H.F., Yen J.J., Lin J.K. (1996), “Curcumin induces apoptosis in immortalized NIH 3T3 and malignant cancer cell lines”, Nutr Cancer 26(1), pp. 111-120. 67. Joshi S., Singh A.K., Dhar D.N. (1989), “Isolation and structure elucidation of potential active principle of Curcuma zedoaria rhizomes”, Herba Hung 28(1), pp. 95-98. 68. Joy P.P., Thomas J., Mathew S., Skari B.P. (1998), Medicinal Plants: Tropical Horticulture, Calcutta, India: Naya Prakash. 69. Kadkade P.G. (1982), “Growth and podophyllotoxin production in callus tissues of Podophyllum peltatum”, Plant Sci Lett 25, pp. 107-115. 70. Kaul B., Stohs S.J. Staba E.J. (1969), “Dioscorea tissue cultures. Influence of various factors on diosgenin production by Dioscorea deltoidea callus and suspension cultures”, Lloydia 32, pp. 347-359. 71. Ketchum R.E.B., Rithner C.D., Qiu D., Kim Y.S., Williams R.M., Croteau R.B. (2003), “Taxus metabolites: methyl jasmonates preferentially induces production of taxoids oxygenated at C-13 in Taxus media cell cultures”, Phytochemistry 62, pp. 901-909. 91 72. Kieran P. (2001), “Bioreactor design for plant cell suspension cultures”, In: Cabral JMS (ed) Principles of multiphase reactor design, Harwood Academic Publishers, New Jersey, pp 391-426. 73. Kim D.I., Lee T.K., Jang T.H., Kim C.H. (2005), “The inhibitory effect of a Korean herbal medicine, Zedoariae rhizoma, on growth of cultured human hepatic myofibroblast cells”, Life Sci 77(8), pp. 890-906. 74. Kim J.H., Yun J.H., Hwang Y.S., Byun S.Y., Kim D.I. (1995), “Production of taxol and related taxanes in Taxus brevifolia cell cultures: effect of sugar”, Biotechnol Lett 17, pp. 101-106. 75. Kim K.I., Kim J,W, (2000), “Antitumor, genotoxicity and anticlastogenic activitives of polysaccharide from Curcuma zedoaria”, Mol Cells 10(4), pp. 392-398. 76. Kobayashi Y., Fukui H., Tabata M. (1991), “Effect of carbon dioxide and ethylene on berberine production and cell browning in Thalictrum minus cell cultures”, Plant Cell Rep 9, 496-499. 77. Leathers R.R., Smith M.A.L., Christie A.J. (1995), “Automation of the bioreactor process for mass propagation and secondary metabolism”, In: Christie JA, Kozai T & Smith ML (eds). Automation and Environmental Control in Plant Tissue Culture, Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, pp. 187–214. 78. Lee E.J., Mobin M., Hahn E.J., Paek K.Y. (2006), “Effects of sucrose, inoculum density, auxin, and aeretion volume on cell grow of Gymnema sylvestre”, Plant Biology 49 (6), pp. 427-431. 79. Lee J.M. (2001), Biochemical Engineering, Prentice Hall, Inc. USA. 80. Lee S.K., Hong C.H., Huh S.K., Kim S.S., Oh O.J., Min H.Y., Park K.K., Chung W.Y., Hwang J.K. (2002), “Suppressive effect of natural sesquiterpenoids on inducible cyclooxygenase (COX-2) anf nitric oxide synthase (iNOS) activity in mouse marcrophage cells”, Environ Pathol Toxicol Oncol 21(2), pp. 141-148. 92 81. Lehrer R.I., Rosnman M., Harwig S.S., Jackson R., Eisenhauer P. (1991), “Ultrasensitive assays for endogenous antimicrobial polypeptides”, Immunol Methods 137, pp. 167-173. 82. Leonel M., Sarmento S.B.S., Cereda M.P. (2003), “New starches for the food industry: Curcuma longa and Curcuma zedoaria”, Carbohydrate Polymers 54, pp. 385-388. 83. Li X.L., Zhou A.G. (2007), “Preparation of polysaccharides from Acanthopanax senticosus and its inhibition against irradiation-induced injury of rat”, Carbohydr Poly-mers 67, pp. 219-226. 84. Ling O.S., Kiong A.L.P., Hussein S. (2008), “Establishment and optimisation of growth parameters for cell suspension cultures of Ficus deltoidea”, American-Eurasian Journal of Sustainable Agriculture, 2(1), pp. 38-49. 85. Linsmaier E.M, Skoog F. (1965), “Organic growth factor requirements of tobacco tissue cultures”, Physiol Plant 18, pp. 100-127. 86. Lipksy A.K.H. (1992), “Problems of optimisation of plant cell culture processes”, Biotechnol 26, pp. 83-97. 87. Loc N.H., An N.T.T. (2010), “Asiaticoside production from cell culture of centella (Centella asiatica L. Urban)”, Biotechnol Bioprocess Eng (accepted). 88. Loc N.H., Anh N.H.T., Binh D.H.N., Yang M.S., Kim T.G. (2010), “Production of glycoalkaloids from callus cultures of Solanum hainanense Hance”, Plant Biotechnol 37, pp. 96-101. 89. Loc N.H., Diem D.T.H., Binh D.H.N., Huong D.T., Kim T.G., Yang M.S. (2008), “Isolation and characterization of antioxidation enzymes from cells of Zedoary (Curcuma zedoaria Roscoe) cultured in a 5 l bioreactor”, Mol Biotechnol 38, pp. 81-87. 93 90. Loc N.H., Duc D.T., Kwon T.H., Yang M.S. (2005), “Micropropagation of zedoary (Curcuma zedoaria Roscoe)-a valuable medicinal plant”, Plant Cell, Tissue and Organ Culture 81, pp.119-122. 91. Loc N.H., Duc D.T., Kwon T.H., Yang M.S. (2005), “Micropropagation of zedoary (Curcuma zedoaria Roscoe)-a valuable medicinal plant”, Plant Cell Tiss Organ Cult 81, pp.119-122. 92. Long R.M., Croteau R. (2005), “Preliminary assessment of the C13- side chain 2’-hydroxylase involved in taxol biosynthesis”, Biochem Biophys Res Commun 338, pp. 410-417. 93. Loyola-Vargas V.M., Vázquez-Flota F. (2006), Plant Cell Culture Protocols, Humana Press Inc., USA. 94. Makabe H., Maru N., Kuwabara A., Kamo T., Hirota M. (2006), “Anti- inflammatory sesquiterpenes from Curcuma zedoaria”, Nat Prod Res 20, pp. 680-686. 95. Manzan ACCM, Fabio ST, Eliane B, Nanci PP (2003) Extraction of essential oil and pigments from Curcuma longa L, by steam distillation and extraction with volatile solvents. J Agricult Food Chem 51: 6802-6807. 96. Masuda T., Jitoe A., Isobe J., Nakatani N., Yonemori S. (1993), “Antioxidative and anti-inflammatory curcumin-related phenolics from rhizomes of Curcuma domestica”, Phytochemistry 32, pp. 1557-1560. 97. Matsubara K., Kitani S., Yoshioka T., Morimoto T., Fujita Y., Yamada Y. (1989), “High density culture of Coptis japonica cells in creases berberine production”, Chem Tech Biotechnol 46, pp. 61-69. 98. Matsuda H., Morikawa T., Toguchida I., Ninomiya K., Yoshikawa M. (2001c), “Inhibitors of nitric oxide production and new sesquiterpenes, zedoarofuran, 4-epicurcumenol, neocurcumenol, gajutsulactones A, and B, zedoarolodes A and B, from Zedoariae rhizoma”, Chem Pharma Bull 49, pp. 1558-1566. 94 99. Matsuda H., Ninomiya K., Morikawa T., Yoshikawa M. (1998), “Inhibitory effect and action mechanism of sesquiterpenes from zedoariae rhizoma on D–galactosamine/lipopolysaccharide -induced liver injury”, Bioorg Med Chem Lett 8, pp. 339-344. 100. Mau J.L., Eric Y.C.L., Nai-Phon Wang, Chien-Chou C., Chi-Huarng C., Charng-Cherng (2003), “Composition and antioxidant activity of the essential oil from Curcuma zedoaria”, Food Chem 82, pp. 583-591. 101. Mello M.O., Dias C.T.S., Amaral A.F.C., Melo M. (2001a), “Growth of Bauhinia forficata Link, Curcuma zedoaria Roscoe and Phaseolus vulgaris L. cell suspension cultures with carbon sources”, Scientia Agricola 58, pp. 481-485. 102. Mello M.O., Melo M., Appezzato-da-Glória B. (2001b), “Histological analysis of the callogenesis and organogenesis from root segments of Curcuma zedoaria Roscoe”, Brazilian Archives of Biology and Technology 44(2), pp. 197-203. 103. Miachir J.I., Romani V.L.M., de Campos Amaral A.F., Mello M.O., Crocomo O.J., Melo M. (2004), “Micropropagation and callogenesis of Curcuma zedoaria Roscoe”, Sci Agric (Piracicaba, Braz) 61(4), pp. 427-432. 104. Misawa M. (1994), Plant tissue culture: An alternative for production of useful metabolite, FAO Agricultural Services Bulletin. 105. Moon C.K., Park K.S., Lee S.H., Yoon Y.P. (1985), “Antitumor activities of several phytopolysaccharides”, Archives of Pharmacal Research 8(1), pp. 42-44. 106. Mulabagal V., Tsay H.S. (2004), “Plant cell cultures- an alternative and efficient source for the production of biologically important secondary metabolites”, International Journal of Applied Science and Engineering 2(1), pp. 29-48. 95 107. Murashige T., Skoog F. (1962), “A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures”, Physiol Plant 15, pp. 473-497. 108. Nadkarni K.M. (1999), Indian Materia Medica, 3rd edn, Mumbai, India: Popular Prakashan Private Limited. 109. Nagella P., Murthy H.N. (2010), “Establishment of cell suspension cultures of Withania somnifera for the production of withanolide A”, Bioresour Technol., 101(17), pp. 6735-9. 110. Nakanishi T., Miyasaka H., Nasu M., Hashimoto H., Yoneda K. (1983), “Production of cryptotanshinone and feruginol in cultured cells of Salvia miltiorrhiza”, Phytochemistry 22, pp. 721-722, 111. Narayanaswany S. (1994), Plant cell and tissue culture, McGraw-Hill Publishing Company, New Dehli. 112. Nhut D.T., Tram N.T., Don N.T. (2006), “Effect of sucrose, glucose and fructose in proliferration of Hymalaya Yew (Taxus wallichiana Zucc.) cell suspesion cultures -a potetial source for taxol production”, Pro Int Workshop Biotechnology in Agricut, Nong Lam University, Ho Chi Minh city, Vietnam, pp. 142-145. 113. Oksman-Caldentey K.M., Inze D. (2004), “Plant cell factories in the post genomic era: new ways to produce designer secondary metabolites”, Trends Plant Sci 9, pp. 433-440. 114. Omar R., Abdullah M.A., Hasan M.A., Marziah M. (2004), “Development of growth medium for Centenlla asiatica cell culture via response surface methodology”, American Applied Sciences, 1(3), pp. 215-219. 115. Padmanabha B.V., Chandrashekar M., Ramesha B.T., Hombe G.H.C., Rajesh P.G., Suhas S., Vasudeva R., Ganeshaiah K.N., Shaanker R. (2006), “Patterns of accumulation of camptothecin, an anti-cancer alkaloid in Nothapodytes nimmoniana Graham, in the Western Ghats, India. Implications for identifying high-yielding sources of the alkaloid”, Curr Sci 90, pp. 95-100. 96 116. Paek K.Y., Chakrabarty D., Hahn E.J. (2005), “Application of bioreactor systems for large scale production of horticultural and medicinal plants”, Plant Cell, Tissue and Organ Culture 81, pp. 287-300. 117. Palazon J., Moyano E., Bonfill M., Cusido R.M., Pinol M.T. (2006), In floriculture, ornamental and plant biotechnology. Advances and topical issues, Global Science Books, Ltd: London, UK, pp. 209-221. 118. Pamplona C.R., de Souza M.M., da Silva Machado M., Cechinel Filho V., Navarro D., Yunes R.A., Monache F.D., Niero R. (2006), “Seasonal variation and analgesic properties of different parts from Curcuma zedoaria Roscoe (Zingiberaceae) grown in Brazil”, Z Naturforsch 61, pp. 6-10. 119. Paramapojn S., Gritsanapan W. (2007), “Variation of curcuminoids in ethanolic extract of Curcuma zedoaria rhizomes in Thailand by HPLC”, Planta Med 73, pp. 797-1034. 120. Paramapojn S., Gritsanapan W. (2009), “Free radical scavenging activity determination and quantitative analysis of curcuminoids in Curcuma zedoaria”, Current Science 97(7), pp. 1069-1073. 121. Parc G., Canaguier A., Hocquemiller R., Chriqui D., Meyer M. (2002), “Production of taxoids with biological activity by plants and callus cultures from selected Taxus genotypes”, Phytochemistry 59, pp. 725-730. 122. Paszty C., Lurquin P.F. (1987), “Improved plant protoplast plating/selection technique for quantitation of transformation”, Bio Techniques 5, pp. 716-718. 123. Payne G., Bringi V., Prince C., Shuler M. (1991), Plant cell and tissue culture in liquid systems, Hanser Publishers, Munich. 124. Philip K., Malek S.N.A., Sani W., Shin S.K., Kumar S.A., Lai H.S., Serm L.G., Rahman S.N.S.A. (2009), “Antimicrobial activity of some medicinal plants from Malaysia”, American Journal of Applied Sciences 6(8), pp. 1613-1617. 97 125. Prakash G., Srivastava A.K. (2007), “Azadirachtin production in stirred tank reactors by Azadirachta indica suspension culture”, Process Biochem 42, pp. 93-97. 126. Priosoeryanto B.P., Sumarny R., Rahmadini Y., Nainggolan G.R.M., Andany S. (2001), “Growth inhibition effect of plants extract (Mussaenda pubescens and Curcuma zedoaria) on tumour cell lines in vitro”, Proceeding of the 2nd SEAG, South East Asian Germany Alumni- Network, Los Barios, The Philippines on August, pp. 27-31. 127. Raghuveer Gupta PS, Ali MM., Eranna D and Ramachandra SS. (2003), “Evaluation of anti-ulcer effect of root of Curcuma zedoaria in rats”, Indian Traditional Knowledge 2(4), pp. 375-377. 128. Rajasekaran T., Ravishankar G.A., Venkataraman L.V. (1991), “Influence of nutrient stress on pyrethrin production by cultured cells of pyrethrum (Chrysanthemum cinerariaefolium)”, Curr Sci 60, pp.705-707. 129. Ramawat K.G., Merillon J.M. (2004), Biotechnology Secondary Metabolites, Science Publishers, Inc. Plymouth, UK. 130. Rao B.R., Kumar V., Amrutha N., Jalaja N., Vaidyanath K., Rao A.M., Polavarapu S.R.R., Kishor P.B.K. (2008), “Effect of growth regulators, carbon source and cell aggregate size on berberine production from cell cultures of Tinospora cordifolia Miers”, Current Trends in Biotechnology and Pharmacy, 2(2), pp. 269-276. 131. Rao B.S., Shintre V.P., Simonsen J.L. (1928), “Essential oil from rhizome of Curcuma zedoaria Rosc.”, Soc Chem Ind 47, pp. 171-172. 132. Rao S.R., Ravishankar G.A. (2002), “Plant cell cultures: chemical factories of secondary metabolites”, Biotechnology Advances 20, pp. 101-153. 133. Ritterhaus E., Ulrich J., Westphal K. (1990), “Large-scale production of plant cell cultures”, Iaptc Newsl 61, pp. 2-10. 98 134. Rodríguez-Monroy M., Trejo-Espino J.L., Jimenez-Aparicio A., de la Luz M.M., Villarreal M.L., Trejo-Tapia G. (2004), “Evaluation of morphological properties of Solanum chrysotrichum cell cultues in a shake flask and fermentor and rheological properties of broths”, Food Technol. Biotechnol. 42 (3), pp. 153-158. 135. Ryu D.D.Y., Lee S.O., Romani R.J. (1990), “Determination of growth rate for plant cell cultures: comparative studies”. Biotechnol Bioeng 35, pp. 305-311. 136. Sakato K., Misawa M. (1974), “Effects of chemical and physical conditions on growth of Camptotheca acuminata cell cultures”, Agri Biol Chem 38, pp. 491-497. 137. Saralamp P., Chuakual W., Temsirikul R., Clayton T. (2000), Medicinal plants in Thailand. Volume 1, Amerin Printing and Publishing Public Co., Ltd., Bangkok, Thailand. 138. Sarin R. (2005), “Useful metabolites from plant tissue cultures”, Biotechnol 4, pp. 79-93. 139. Seo W.G., Hwang J.C., Kang S.K., Jin U.H., Suh S.J., Moon S.K. (2005), “Suppressive effect of Zedoariae rhizome on pulmonary metastasis of B16 melanoma cells”, Ethnopharmacol 101, pp. 249-257. 140. Sheper T. (2001), Advances in biochemical engineering biotechnology- plant cells (Vol 72), Springer-Verlag, Berlin Heideberg. 141. Shimomura K., Kitazawa T., Okamura N., Yagi A. (1991), “Tanshinone production in adventitious roots and regenerates of Salvia miltiorrhiza”, Nat Prod 54 (6), pp. 1583 -1587. 142. Shin K.H., Yoon K.Y., Cho T.S. (1994), “Pharmacologycal activities of sesquiterpenes from the rzhome of Curcuma zedoaria”, Saengyak Hakhoechi 25, pp. 221-225. 99 143. Shiobara Y., Asakawa Y., Kodama M., Yasuda K., Takemoto T. (1985), “Curcumenone, curcumanolide A and cucumanolide B, three sesquiterpenoids from Curcuma zedoaria”, Phytochemistry 24, pp. 2629-2933. 144. Shuler M.L., Kargi F. (2002), Bioprocess Engineering, Basic Concepts, 2nd edn. Prentice Hall, NJ, USA. 145. Singh G., Singh O.P., Maurya S. (2002), “Chemical and biocidal investigations on essential oils of some Indian Curcuma species”, Prog Crystal Growth and Charact 45, pp.75-81. 146. Smith J.I., Smart N.J., Misawa M., Kurz W.G.W., Tallevi S.G., DiCosmo F. (1987), “Increased accumulation of indole alkaloids by some cell lines of Catharanthus roseus in response to addition of vanadyl sulphate”, Plant Cell Rep 6, pp. 142-145. 147. Smollny T.H., Wichers T., Risk D., Van Zwam A., Shasavari A., Alfermann A.W. (1992), “Formation of lignans in suspension cultures of Linum album”, Planta Med Suppl 58, pp. 622. 148. Srivastava S., Srivastava A.K. (2007), “Hairy root culture for mass- production of high-value secondary metabolites”, Crit Rev Biotechnol 27, pp. 29-43. 149. Srvidya A.R., Yadev A.K., Dhanbal S.P. (2009), “Antioxidant and antimicrobial activity of rhizome of Curcuma aromatica and Curcuma zeodaria, leaves of Abutilon indicum”, Arch Pharm Sci & Res 1(1), pp. 14-19. 150. Stanly C., Bhatt A., Keng C.L. (2010), “A comparative study of Curcuma zedoaria and Zingiber zerumbet plantlet production using different micropropagation systems”, African Journal of Biotechnology 9(28), pp. 4326-4333. 100 151. Sun Y.L., Tang J., Gu X.H., Li D.Y. (2005), “Water-soluble polysaccharides from Angelica sinensis (Oliv.) Diels: Preparation, characterization, and bioacitivity”, Int Biol Macromol 36, pp. 283- 289. 152. Syu W.J., Shen C.C., Don M.J., Ou J.C., Lee G.H., Sun C.M. (1998), “Cytotoxicity of curcuminoids and some novel compounds from Curcuma zedoaria”, Nat Prod 61, pp. 1531-1534. 153. Taiz L., Zeiger E. (2006), Plant physiology, Sinauer Associates, Inc Publishers, Massachusetts, pp. 315-344. 154. Tal B., Rokem J.S., Goldberg I. (1983), “Factors affecting growth and product formation in plant cells grown in continuous culture”, Plant Cell Rep 2, pp. 219-222. 155. Tepsorn R. (2009), Antimicrobial activity of Thai traditional medicinal plants extract incorporated alginate-tapioca starch based edible films against food related Bacteria including foodborne pathogens, PhD Thesis, University of Hohenheim, Thailand. 156. Teramoto S., Komamine A. (1988), Biotechnology in agriculture and forestry, Medicinal and aromatic plants IV. Springer-Verlag, Berlin, Heidelberg, pp. 209-224. 157. Thanh N.T., Ket N.V., Yoeup P.K. (2007), “Effecting of medium composition on biomass and ginsenoside production in cell suspension culture of Panax vietnamensis Ha et Grushv”, VNU Journal of sicence Natural and Technology 23, pp. 269-274. 158. Thanh N.T., Ket N.V., Yoeup P.K. (2008), “Effects of macro elements on biomass and ginsenoside production in cell suspension culture of Ngoc Linh ginseng (Panax vietnamensis Ha et Grushv.)”, VNU Journal of sicence Natural and Technology 23, pp. 269-274. 101 159. Thanh N.T., Yu K.W., Hahn E.J., Peak K.Y., Murthy H.N. (2005b), “High density cultivation of Panax ginseng cells in balloon type bioreactors: role of oxygen supply on biomass and ginsenoside production”, Genetics and Applications 2, pp. 7-13. 160. Thengane S.R., Kulkarni D.K., Shrikhande V.A., Joshi S.P., Sonawane K.B., Krishnamurthy K.V. (2003), “Influence of medium composition on callus induction and camptothecin(s) accumulation in Nothapodytes foetida”, Plant Cell, Tissue and Organ Culture 72, pp. 247-251. 161. Trejo-Tapia G., Arias-Castro C., Rodríguez-Mendiola M. (2003), “Influence of the culture medium constituents and inoculum size on the accumulation of blue pigment and cell growth of Lavandula spica”. Plant Cell Tiss Org Cult 72, pp. 7-12. 162. Vanisree M., Lee C.Y., Shu-Fung L., Nalawade S.M.L., Yih C., Tsay H.S. (2004), “Studies on the production of some important secondary metabolites from medicinal plants by plant tissue cultures”, Bot Bull Acad Sin 45, pp.1-22. 163. Vanisree M., Tsay H.S. (2004), “Plant cell cultures-an alternative and efficient source for the production of biologically important secondary metabolites”, Int J Appl Sci Eng 2, pp. 29-48. 164. Vasil I.K. (2008), “A history of plant biotechnology: from the cell theory of Schleiden and Schwann to biotech crops”, Plant Cell Rep 27, pp. 1423-1440. 165. Verpoorte R., Contin A., Memelink J. (2002), “Biotechnology for the production of plant secondary metabolites”, Phytochem Rev 1, pp.13-25. 166. Véronique J., Genestier S., Courduroux J. C. (1992), “Bioreactor studies on the effect of dissolved oxygen concentration on growth and differentiaton of carrot (Daucus carota L.) cell culture”, Plant Cell report 11(12), pp. 605-608. 102 167. Vijaya S.N., Udayasri P.V.V., Aswani K.Y., Ravi B.B., Phani K.Y., Vijay V.M. (2010), “Advancements in the production of secondary metabolites”, Natural Products 3, pp. 112-123. 168. Villarreal M.L., Arias C., Feria-Velasco A., Ramirez O.T., Quintero R. (1997), “Cell suspension culture of Solanum chrysotrichum (Schldl)- A plant producing an antifungal spirostanol saponin”, Plant Cell Tissue and Organ Culture, 50, pp. 39-44. 169. Wang G.L., Luo H.M., Fang H.J., Jiang D., Huang H.G. (2004), “Fractionation of polysaccharide from Curcuma zedoaria Rosc. and its bioactivities”, Ying Yang Hsueh Pao 26(5), pp. 366-369. 170. Wang G.L., Luo H.M., Fang H.J., Jiang D., Huang H.G. (2004), “Fractionation of polysaccharide from Curcuma zedoaria Rosc and its bioactivities”, Ying Yang Hsueh Pao 26(5), pp. 366-369. 171. Wang G.R., Qi N.M., Wang Z.M. (2010), “Application of a stir-tank bioreactor for perfusion culture and continuous harvest of Glycyrrhiza inflata suspension cells”, African Journal of Biotechnology 9 (3), pp. 347-351. 172. Wang S.J., Zhong J.J. (1996), “A novel centrifugal impeller bioreactor. I. Fluid circulation, mixing, and liquid velocity profiles”, Biotechnol Bioeng 51, pp. 511-519. 173. Wang W., Zhong J.J. (2002), “Manipulation of ginsenoside heterogeneity in cell cultures of Panax notoginseng by addition of jasmonates”, Biosci Bioeng 93, pp. 48-53. 174. Wang X., Morris-Natschke S.L., Lee K.H. (2007), “New developments in the chemistry and biology of the bioactive constituents of Tanshen”, Med Res Rev 27, pp. 133-148. 103 175. Watanabe K., Shibata M., Yano S., Cai Y. Shibuya H., Kitagawa I. (1986), “Antiulcer activity of extracts and isolated compound from zedoary (Gajustsu) cultivated in Yakushima (Japan)”, Yakugaku Zasshi 106(12), pp. 1137-1142. 176. Wilson B., Abraham G., Manju V.S., Mathew M., Vimala B., Sundaresan S., Nambisan B. (2005), “Antibacterial activity of Curcuma zedoaria and Curcuma malabarica tubers”, Ethnopharmacol 99, pp. 147-151. 177. Wink M. (1999), Biochemistry of plant secondary metabolism. Annual plant reviews, vol 2, Sheffield Academic Press. 178. Woerdenbag H.J., Van U.W., Frijlink H.W., Lerk C.F., Pras N., Malingre T.M. (1990), “Increased podophyllotoxin production in Podophyllum hexandrum cell suspension cultures after feeding coniferyl alcohol as β- cyclo dextrin complex”, Plant Cell Rep 9, pp. 97-100. 179. Xingyi (1999), "The chemical constituents of the essential oil from Curcuma zedoaria (Christm) Rosc”, Guang Zhiwu 19 (1), pp. 95-96. 180. Yasuda S., Satosh K., Ishi T., Furuya T. (1972), Studies on the cultural conditions of plant cell suspension culture. Fermentation technology today, Society for fermentation Technology, Osaka, Japan, pp. 697-703. 181. Yesil-Celiktas O., Gurel A., Vardar-Sukan F. (2010), Large scale cultivation of plant cell and tissue culture in bioreactors, Transworld Research Network, Kerala, India. 182. Yoshioka T., Fujii E., Endo M., Wada K., Tokunaga Y., Shiba N., Hohsho H., Shibuya H., Muraki T. (1998), “Antiinflammatory potency of dehydrocurdione, a zedoary-derived sesquiterpene”, Inflamm Res 47(12), pp. 476-481. 104 183. Zenk M.H. (1978), “The impact of plant cell culture on industry”, in Frontiers of Plant Tissue Culture 1978 (Thorpe, T. A., ed.), Intl. Assoc. Plant Tissue Culture, Univ. of Calgary Printing Services, pp. 1-13. 184. Zenk M.H., EI-Shagi H., Schulte U. (1975), “Anthraquinone production by cell suspension cultures of Morinda citrifolia”, Planta Med Suppl, pp. 79-101. 185. Zhang Q., Rich J.O., Cotterill I.C., Pantaleone D.P., Michels P.C. (2005), “14- Hydroxylation of opiates: Catalytic direct autoxidation of codeinone to 14- hydroxycodeinone”, Am Chem Soc 127, pp. 7286-7287. 186. Zhang Z.Y., Zhong J.J. (2004), “Scale-up of centrifugal impeller bioreactor for hyperproduction of ginseng saponins and polysaccharide by high- density cultivation of Panax notoginseng cells”, Biotechnol Prog 20, pp.1076-1081. 187. Zhang Z.Y., Zhong J.J. (2004), “Scale-up of centrifugal impeller bioreactor for hyperproduction of ginseng saponins and polysaccharide by high- density cultivation of Panax notoginseng cells”, Biotechnol Prog 20, pp.1076-1081. 188. Zhao J., Verpoorte (2007), “Manipulating indole alkaloid production by Catharanthus roseus crll culture in bioreactors: from biochemical processing to metabolic engineering”, Phytochem Rev 6, pp. 435-457. 189. Zhao D., Xing J., Li M., Lu D., Zhao Q. (2001), “Optimization of growth and jaceosidin production in callus and cell suspension cultures of Saussurea medusa”, Plant Cell Tissue and Organ Culture 67, pp. 227-234. 190. Zhao J., Zhu W., Hu Q. (2001b), “Enhanced catharanthine production in Catharanthus roseus cell cultures by combined elicitor treatment in shake flasks and bioreactors”, Enzyme Microb Technol 28, pp. 673-681. 105 191. Zhong J.J., Yoshida T. (1995), “High-density cultivation of Perilla frutescens cell suspensions for anthocyanin production: Effects of sucrose concentration and inoculum size”, Enzyme and Microbial Technology 17, pp. 1073-1079. 192. Zhu L. (1993), Aromatic plants and essential constituents, Hai Feng Publishing Co., Hong Kong. 193. Ziv M. (2000), “Bioreactor technology for plant micropropagation”, Horticultural Reviews, 24, pp. 14-23. PHỤ LỤC Phụ lục 1: Môi trường cơ bản MS (Murashige và Skoog, 1962) Muối khoáng Nồng độ (mg/l) Potasium nitrate (KNO3) 1900 Amonium nitrate (NH4NO3) 1650 Calcium chloride (CaCl2.H2O) 440 Magnesium sulfate (MgSO4.7H2O) 370 Potassium phosphate (KH2PO4) 170 Na2EDTA.2H2O 37,2 Manganese sulfate (MnSO4.4H2O) 22,3 Ferrous sulfate (FeSO4.7H2O) 27,8 Zinc Sulfate (ZnSO4.7H2O) 8,6 Boric Acid (H3BO3) 6,2 Potassium Iodine (KI) 0.83 Sodium molybdate (Na2MoO4.2H2O) 0,25 Colbalt chloride (CoCl2.6H2O) 0,025 Cupric Sulfate (CuSO4.5H2O) 0,025 Vitamin Nồng độ (mg/l) Myo-inositol 100 Nicotinic acid 0,5 Pyridoxine HCl 0,5 Thiamine HCl 0,1 Glycine 2 Sucrose 30 g/l Agar 8 g/l Phụ lục 2: Hình ản h thí nghiệm Hình: Nuôi cấy tế bào nghệ đen trong bình tam giác 250 ml, trên máy lắc Hình: Tế bào nghệ đen để lắng trong bình tam giác 250 ml Hình: Sinh khối tươi của tế bào nghệ đen thu được sau khí nuôi cấy 14 ngày trong hệ lên men 10 L