Luận án Nghiên cứu sử dụng kết hợp enzyme trong chiết tách và làm giàu một số sản phẩm nguồn gốc thiên nhiên

12 giờ, chỉ số axit đo được là 149,8 mg KOH/g, tỷ lệ axit béo đã bị thủy phân là 77,42%. Bảng 4.19b. So sánh giá trị thực nghiệm và tính toán ảnh hưởng của thời gian thủy phân 123 STT x y ŷ |∆| δ, 𝜹=1.5% 1 2 78,3 79,61 1,31 2,95 2 4 98,3 99,66 1,36 0,84 3 6 119,2 116,14 3,06 2,20 4 8 126,8 124,06 2,74 1,75 5 10 140,5 139,41 1,09 2,42 6 12 149,8 149,20 0,6 0,24 7 14 147,1 149,05 1,95 1,59 Theo kết quả khảo sát của chúng tôi trên cùng nguyên liệu dầu đầu cá ngừ, cùng loại enzyme lipase CRL, và với các điều kiện phản ứng tương tự, quá trình thủy phân bởi enzyme lipase CRL trong hệ hai pha dung môi / nước đã cho hiệu quả cao hơn so với hệ nhũ hóa dầu / nước (số liệu không trình bày ở đây). Kết quả chúng tôi thu được ở trên có khác biệt so với các kết quả do Bhandari và cs. công bố năm 2013, trong đó họ đạt hiệu suất thủy phân 86.5% sau 24 giờ phản ứng ở 35°C [3]. 4.3.3.2. Kết quả làm giàu các axit béo n-3 PUFA của dầu đầu cá ngừ vây vàng bằng phương pháp ure Các axit béo n-3 PUFA của dầu đầu cá ngừ vây vàng được làm giàu bằng phương pháp kết tinh với ure trong ethanol dựa trên hiện tượng urê tạo thành tinh thể với các axit béo bão hòa và kết tủa ở nhiệt độ thấp (Hình 4.12). Hình 4.12. Tinh thể ure kết hợp với axit béo bão hòa Ethanol và urê được trộn thành một hỗn hợp đồng nhất với các axit béo. Axit 124 béo sẽ hình thành phức với urê và tủa xuống khi được làm lạnh. Axit béo bão hòa có mạch thẳng hình thành phức dễ dàng hơn hẳn các axit béo có nối đôi. Số liên kết đôi càng nhiều thì sự tạo thành phức càng khó khăn hơn. Khi tiến trình kết tinh hoàn thành, axit béo no và một phần axit béo không no một nối đôi tạo phức, trong khi đó axit béo đa nối đôi, có phân nhánh, hoặc có vòng sẽ ở lại trong dung dịch. Kết quả phân tích thành phần axit béo sau khi làm giàu n-3 PUFA được chỉ ra ở Hình 4.13 và Bảng 4.20. Hình 4.13. Sắc ký đồ các axit béo sau khi làm giàu Bảng 4.20. Thành phần axit béo trước và sau khi làm giàu n-3 PUFA TT Axit béo Trước kết tinh Sau kết tinh 1 14:00 1,86 0,24 2 15:00 0,86 0,08 3 16:1n-9 1,83 4 16:1n-7 3,25 5 16:2n-6 0,53 6 16:00 19,24 4,79 7 17:1n-9 0,79 1,11 8 17:1n-7 0,67 0,47 9 17:00 1,52 0,14 10 18:4n-3 0,36 11 18:2n-6 1,08 1,22 12 18:1n-9 11,88 20,34 125 TT Axit béo Trước kết tinh Sau kết tinh 13 18:1n-7 2,97 4,11 14 18: 2n-3 0,30 15 18:00 11,56 1,26 16 19:00 0,43 17 20:4n-6 4,41 6,85 18 20:5n-3 (EPA) 5,47 8,75 19 20:4n-3 0,86 0,42 20 20:2n-6 0,4 0,29 21 20:1n-9 0,68 0,55 22 20:00 0,37 23 22:4n-6 2,27 0,96 24 22:6n-3 (DHA) 22,9 43,75 25 22:5n-3 (DPA) 1,83 2,54 26 22:0 0,38 27 23:0 0,25 28 24:1n-9 1,53 29 24:0 0,39 Tổng 100 100 Tổng SFA 36,56 5,50 Tổng MUFA 21,77 26,59 Tổng PUFA 40,11 67,48 n-3 PUFA 31,42 58,30 Nhận xét chung: - Thay vì sử dụng kiềm (NaOH) để thủy phân lipid tổng thành các axit béo tự do trước khi kết tinh ure, quá trình thủy phân lipid tổng bằng enzyme Lipase CRL có lợi thế hơn phương pháp hóa học là nhiệt độ thủy phân thấp (400C), tốn ít dung môi hóa chất và giảm thiểu sự nguy hại đối với môi trường. - Phương pháp kết tinh bằng ure sau khi thủy phân bằng lipase CRL đã làm giảm các axit béo no (SFA) từ 36,56% xuống 5,5% và làm giàu n-3 PUFA từ 31,13% lên 58,3%, trong đó EPA từ 5,47 lên 8,59%, DHA từ 22,9 lên 46,70% và DPA từ 1,83 lên 2,68%. Các nghiên cứu làm giàu n-3 PUFA của tác giả Linder và cs. (2005) [120] sử 126 dụng enzyme lipase Aspergillus oryzae (Novozym SP 398) để thủy phân dầu từ đầu cá hồi đã làm giảm các axit béo no SFA từ 27,2% xuống 20,2% và làm giàu các axit béo không no đa nối đôi PUFA từ 41,6% lên 46,5% trong đó DHA từ 9,9% đến 11,6% và EPA từ 3,6% đến 5,6%). Phương pháp sử dụng enzyme lipase CRL kết hợp với kết tinh ure của chúng tôi như nêu ở trên cho sản phẩm có mức độ làm giàu các n-3 PUFA cao hơn. 4.3.4. Đề xuất qui trình công nghệ ứng dụng enzyme kết hợp trong chiết xuất lipid và làm giàu n-3 PUFA từ đầu cá ngừ vây vàng T. albacares Các kết quả khảo sát nêu trên cho phép chúng tôi đề xuất một qui trình công nghệ ứng dụng enzyme kết hợp trong chiết xuất lipid và làm làm giàu n-3 PUFA từ đầu cá ngừ vây vàng T. albacares . Sơ đồ công nghệ được biểu diễn trên Hình 4.14. Hình 4.14. Sơ đồ quy trình công nghệ ứng dụng enzyme kết hợp trong chiết xuất lipid và làm làm giàu n-3 PUFA từ đầu cá ngừ vây vàng. Thuyết minh qui trình 127 - Nguyên liệu: phụ phẩm đầu cá ngừ đảm bảo không bị ươn, thối, bốc mùi khó chịu, được cấp đông ở -180C, bảo quản trong kho đông lạnh đến khi chế biến. - Giai đoạn 1: Sơ chế nguyên liệu + Đầu cá ngừ sau khi rã đông được rửa sạch tạp chất, cát sạn. + Xay: Mục đích của xay là phá vỡ kết cấu tế bào, giúp cho lipid tự do nằm trong các tế bào và mô dễ dàng thoát ra ngoài. Tế bào bị phá vỡ làm tăng diện tích tiếp xúc của nguyên liệu với enzyme để rút ngắn thời gian thủy phân và quá trình thủy phân được triệt để hơn. Quá trình xay nhỏ được thực hiện trên máy xay trục vít. + Diệt khuẩn: Nguyên liệu cho vào thiết bị thủy phân kết cấu kiểu nồi hai vỏ, có khuấy và điều khiển nhiệt độ. Sau khi bổ sung nước (tỷ lệ nước / nguyên liệu là 2:1), hỗn hợp được gia nhiệt đến 900C trong 10 phút để diệt vi sinh vật có trong nguyên liệu, hạn chế tối đa khả năng phát triển các vi sinh vật gây bệnh không mong muốn trong quá trình thủy phân đồng thời chuyển hóa một phần cấu trúc của nguyên liệu, khiến quá trình thủy phân diễn ra thuận lợi. - Giai đoạn 2: Thủy phân hỗn hợp đầu cá ngừ + Bổ sung enzyme Bromelain theo tỷ lệ 1% so với trọng lượng nguyên liệu, chỉnh pH đến 6,5; tốc độ khuấy 200 vòng/ phút ở 450C trong 6 giờ. Giữ ổn định nhiệt độ, tốc độ khuấy trong suốt quá trình thủy phân. + Bất hoạt enzyme: Để kết thúc quá trình thủy phân, enzyme được bất hoạt bằng cách nâng nhiệt hỗn hợp thủy phân lên 900C trong 15 phút. - Giai đoạn 3: Lọc: + Hỗn hợp sau thủy phân đem lọc qua rây để tách xương và phần dịch lọc. - Giai đoạn 4: Ly tâm: + Dịch thủy phân được ly tâm trên hệ thống ly tâm lỏng - lỏng ở áp suất 1atm, tốc độ 600 l/giờ thu được 3 phần: phần dầu, phần protein hòa tan và cặn protein thô. + Phần dầu được lọc rửa bằng nước muối ấm (0,5%; 35 - 40oC) thu được dầu thô. + Phần protein hòa tan được đông khô hoặc sấy phun cho sản phẩm bột đạm hòa tan giàu axit amin. 128 + Phần cặn protein không tan (chứa protein chưa thủy phân, peptide không tan) được sấy ở nhiệt độ 60 – 70oC cho sản phẩm bột cá không tan dùng trong chăn nuôi. - Giai đoạn 5: Thủy phân dầu bằng enzyme lipase + Dầu từ đầu cá ngừ cho vào thiết bị đa năng, sau đó bổ sung n-hexan theo tỷ lệ (1:1). Lượng nước sau khi chỉnh pH được bổ sung vào hỗn hợp với tỷ lệ pha dung môi / nước (1:7). Sau khi nhiệt độ hỗn hợp đạt 400C, bổ sung enzyme lipase CRL theo tỷ lệ 0,8%, khuấy đều hỗn hợp. Giữ ổn định nhiệt độ 400C trong 10 giờ, tốc độ khuấy 200 vòng/phút. Chỉ số axit được xác định trong quá trình thủy phân để kiểm soát và đánh giá hiệu suất quá trình thủy phân. - Giai đoạn 6: Lọc rửa các axit béo + Sau quá trình thủy phân, hỗn hợp các axit béo được lọc qua giấy lọc Whatman No.2 để loại bỏ enzyme. Sau khi rửa với nước ấm, hỗn hợp axit béo được làm khan với Na2SO4, cô quay loại dung môi. - Giai đoạn 7: Kết tinh ure + Hỗn hợp axit béo được hòa tan trong dung môi theo tỷ lệ ure / cồn (3:16), FFA / ure (1:3). Sau đó, dung dịch thu được để kết tinh ở nhiệt độ 40C trong thời gian là 18 - 20 giờ. Sau quá trình kết tinh, hỗn hợp pha rắn và pha lỏng được lọc qua giấy lọc tại nhiệt độ kết tinh, rửa lại bằng dung môi có nhiệt độ kết tinh, sau đó tách pha rắn và pha lỏng. Các sản phẩm của qui trình: Các sản phẩm của qui trình gồm: axit béo giàu n-3 PUFA, bột đạm hòa tan giàu axit amin và bột cá không tan dùng trong chăn nuôi. Thành phần hóa học của sản phẩm axit béo giàu n-3 PUFA được thể hiện trên Bảng 4.20, các chỉ tiêu hóa lý được chỉ ra trên Bảng 4.21a. Thành phần axit amin tự do của sản phẩm bột đạm hòa tan giàu axit amin được chỉ ra ở Bảng 4.21b. 129 Bảng 4.21a. Các chỉ tiêu hóa lý của sản phẩm axit béo giàu n-3 PUFA Tỷ trọng d20 0,85-0,87 g/ml Điểm đông đặc 18- 20 oC Chỉ số khúc xạ 1,458 Chỉ số axit < 0,5 mg KOH/g Chỉ số peroxit 9,86 Chỉ số iot 145 g I/100 g Chỉ số xà phòng hóa 160 mg KOH/g Bảng 4.21b. Các thành phần axit amin tự do của sản phẩm bột đạm hòa tan giàu axit amin TT Axit amin Hàm lượng (µg/100 g) TT Axit amin Hàm lượng (µg/100 g) 1 Threonin* 4524 10 Serine 4979.5 2 Valine* 29267 11 Glutamic acid 6201.3 3 Methionin* 33615 12 Proline 7020 4 Isoleucine* 62825 13 Glycine 4439.5 5 Leucine* 9234.5 14 Alanine KPH 6 Phenylalanine* 46276 15 Tyrosine 71267 7 Tryptophan* 16 Lysine 37661 8 Histidine* 46497 17 Arginin 55952 9 Aspatic acid 4552.1 Tổng axitmin tự do 424 309.84 Axit amin thiết yếu* 232 237.4 Axit amin không thiết yếu 192 072.5 Tóm lại, quy trình chiết xuất lipid và làm giàu các n-3 PUFA ngoài sản phẩm axit béo không no tương đương với các sản phẩm nhập ngoại (ví dụ DHA selco) còn cho các sản phẩm có giá trị gia tăng là bột đạm hòa tan giàu axit amin thiết yếu (232,24 mg/100 g sản phẩm) và bột cá dùng trong chăn nuôi. Qui trình công nghệ này cho phép tận thu triệt để nguồn nguyên liệu phụ phẩm đầu cá ngừ, hạn chế ô nhiễm môi trường. Riêng phương pháp chiết xuất dầu béo từ đầu cá ngừ vây vàng đã được chúng tôi đăng ký giải pháp hữu ích. 130 KẾT LUẬN Trong luận án này, một số enzyme được nghiên cứu ứng dụng nhằm hỗ trợ cho quá trình chiết xuất tinh dầu từ cành lá, từ vỏ quế Cinnamomum cassia và từ gỗ gió bầu Aquilaria crassna cũng như quá trình chiết xuất dầu béo và làm giàu các axit n-3 PUFA từ đầu cá ngừ vây vàng Thunnus albacares đã thu được kết quả như sau: 1. Luận án đã thành công khi sử dụng hệ enzyme Laccase-Htec2 để xử lý các nguyên liệu cành lá và vỏ quế trước khi chưng cất cho hiệu suất thu hồi tinh dầu tăng lên rõ rệt, tỷ lệ gia tăng tinh dầu cành lá quế đạt 41,7%, vỏ quế đạt 14,57%, thời gian chưng cất tinh dầu được rút ngắn. Đặc biệt, quá trình xử lý bằng hệ enzyme Laccase- Htec2 đã làm gia tăng hàm lượng chất chính cinnamaldehyde trong tinh dầu cành lá quế từ 69,74% lên 85,60%, tinh dầu vỏ quế từ 54,63% lên 68,37% và không làm thay đổi một số hoạt tính sinh học của tinh dầu cành lá quế C.cassia so với đối chứng. 2. Luận án đã sử dụng phương pháp qui hoạch thực nghiệm để tính toán điều kiện tối ưu cho quá trình thủy phân cành lá quế trước khi chưng cất ở pH 5,2, nhiệt độ 44oC, tỷ lệ Laccase/cơ chất 0,42 ml/g, tỷ lệ Htec2/cơ chất 1,15%, thời gian thủy phân 5 giờ 30 phút. Trên cơ sở các kết quả thu được, một qui trình công nghệ chưng cất tinh dầu cành lá quế có enzyme hỗ trợ đã được đề xuất. 3. Luận án đã thử nghiệm thăm dò ứng dụng của hệ enzyme Laccase-Htec2 hỗ trợ quá trình chưng cất tinh dầu trầm hương từ gỗ cây gió bầu Aquilaria crassna cho tỷ lệ gia tăng tinh dầu là 33,33%, các thành phần có giá trị của tinh dầu (cis- dihydroagarofuran, α-agarofuran, agarospirol, hinesol, và neopetasone) tăng lên, các thành phần axit béo gây cản trở giảm đi rõ rệt. 4. Luận án đã thành công khi chiết xuất lipid và làm giàu n-3 PUFA từ đầu cá ngừ vây vàng Thunnus albacares bằng hệ enzyme kép Bromelain và Lipase CRL. Qui trình chiết xuất lipid bằng enzyme Bromelain cho hiệu suất chiết xuất lipid 69%, hàm lượng n-3 PUFA 31,42%. Qui trình làm giàu n-3 PUFA bằng enzyme Lipase CRL kết hợp kết tinh ure đã tăng hàm lượng n-3 PUFA từ 31,42% lên 65,08%. Từ đó, cho phép đề xuất một qui trình công nghệ ứng dụng kết hợp hai enzyme Bromelain và Lipase 131 CRL trong việc chiết xuất lipid và làm giàu n-3 PUFA từ đầu cá ngừ vây vàng. Ngoài dầu cá giàu axit béo n-3 PUFA đạt chất lượng thương phẩm, qui trình này còn cho các sản phẩm có giá trị gia tăng, tận dụng triệt để nguồn nguyên liệu đồng thời giảm thiểu dung môi hóa chất và ô nhiễm môi trường. 5. Các kết quả nghiên cứu nêu trên là các nghiên cứu ứng dụng enzyme đầu tiên ở Việt Nam trong việc chiết xuất tinh dầu từ cành lá, vỏ quế C. cassia và từ gỗ gió bầu A. crassna. Qui trình ứng dụng Bromelain trong việc chiết xuất lipid từ đầu cá ngừ vây vàng T. albarcares đã được đăng ký giải pháp hữu ích. 132 KIẾN NGHỊ 1. Quy trình chưng cất tinh dầu cành lá quế, vỏ quế nhờ enzyme hỗ trợ bước đầu cho ưu thế hơn so với phương pháp thông thường trên phương diện gia tăng hiệu suất, nâng cao chất lượng tinh dầu, giảm thời gian chưng cất và vẫn giữ nguyên được hoạt tính sinh học... chỉ dừng lại ở qui mô thí nghiệm. Cần thử nghiệm ở qui mô sản xuất tại địa phương nhằm ổn định công nghệ và chất lượng sản phẩm, đồng thời đánh giá chi phí tiêu hao năng lượng lẫn giá thành nhằm nâng cao tính ứng dụng khi áp dụng vào thực tiễn sản xuất. 2. Do nhu cầu cấp bách của thực tiễn sản xuất, phương pháp xử lý gỗ gió bầu trước khi chưng cất cần được nghiên cứu gấp và sâu hơn. 3. Các kết quả nghiên cứu của luận án cho thấy việc ứng dụng enzyme hỗ trợ các quá trình chiết xuất các hợp chất thiên nhiên mang lại hiệu quả rõ rệt. Vì thế cần mở rộng phạm vi nghiên cứu sang các loại nguyên liệu khác như tảo biển và các lớp hợp chất thiên nhiên có hoạt chất sinh học có ứng dụng trong thực phẩm, dược phẩm, y học. 133 DANH MỤC CÁC CÔNG TRÌNH CÔNG BỐ CỦA TÁC GIẢ LIÊN QUAN ĐẾN LUẬN ÁN 1. Hoang Thi Bich, Le Tat Thanh, Tran Quoc Toan, Nguyen Huy Tung, Le Xuan Duy, Nguyen Van Tuyen Anh, Dinh Thi Thu Thuy, Tran Thi Tuyen, Do Trung Sy, Le Mai Huong, Nguyen Quyet Chien (2016), “Investigation of enzyme treatments to assist extraction of essential oil from the leaves and branches of Cinnamomum cassia collected in Yenbai province”, Journal of Science and Technology, 54 (2C), pp.479-485. 2. Le Tat Thanh, Le Xuan Duy, Tran Quoc Toan, Hoang Thi Bich, Pham Thi Bien, Pham Thu Hue, Dinh Nguyet Thu, Pham Quoc Long (2016), “Survey on total lipid content and composition of fatty acids from head and viscera of tuna”, Journal of Science and Technology, 54 (2C), pp.486-492. 3. Lê Tất Thành, Hoàng Thị Bích, Trần Quốc Toàn, Nguyễn Thị Biển, Nguyễn Quang Tùng (2016), “Ảnh hưởng của một số yếu tố tới quá trình thủy phân dầu đầu cá ngừ bằng enzyme lipase từ Candida rugosa”, Tạp chí Khoa học và Công nghệ-trường Đại học Công nghiệp Hà Nội, (số 36-2016), tr.67-70. 4. Hoàng Thị Bích, Nguyễn Văn Tuyến Anh, Phạm Minh Quân, Phạm Thu Huế, Nguyễn Quang Tùng, Tô Xuân Thắng, Trần Quốc Toàn, Lê Tất Thành (2017), “Xây dựng quy trình ứng dụng enzyme và các kĩ thuật phối hợp để thu nhận dầu cá giàu các axit béo không no đa nối đôi EPA, DHA, DPA từ phụ phẩm chế biến cá ngừ vây vàng Thunnus albacares”, Tạp chí Khoa học và Công nghệ Biển, tập 17, (01), 2017, tr.95-102. 5. Hoàng Thị Bích, Nguyễn Quyết Chiến, Lê Tất Thành, Đinh Thị Thu Thủy, Đỗ Thị Thảo, Hoàng Kim Chi, Trần Thị Như Hằng, Trần Thị Hồng Hà, Lê Mai Hương (2017), “Khảo sát hoạt tính sinh học tinh dầu cành lá quế cinnamomum cassia thu nhận từ phương pháp enzyme kết hợp cất cuốn hơi nước”, Tạp chí Dược học, tháng 5/2017, (493), tr.12-15. 6. Hoang Thi Bich, Le Mai Huong, Nguyen Quyet Chien, Đinh Thi Thu Thuy, Le Tat Thanh, Đo Trung Sy, Pham Hong Hai (2017), “Optimization of lignocellulose hydrolysis by (Laccase and Cellic Htec2) enzyme system assisted essential oil distillation from Cinnamomum cassia leaves and branches”, Journal of Science and Technolog,y (Chấp nhận đăng 01/2017). 134 DANH MỤC TÀI LIỆU THAM KHẢO Tài liệu tiếng Việt 1. Bộ Khoa học Công nghệ và Môi trường (1990), Tiêu chuẩn Việt Nam, Hà Nội. 2. Bộ Y tế (2009), Dược điển Việt Nam IV, Nxb Hà Nội. 3. Trương Thị Mỹ Chi, Nguyễn Thị Thu Hương (2010), Nghiên cứu tác dụng chống oxi hóa in vitro và in vivo của một số loài nấm linh chi (Ganoderma lucidum) và nấm vân chi (Trametes versicolor), Tạp chí Y học thành phố Hồ Chí Minh, tập 14, (02), tr.135-141. 4. Nguyễn Văn Chung (2004), Nghiên cứu hoàn thiện công nghệ và thiết bị chưng cất và trích ly nhựa dầu hồ tiêu có sử dụng enzyme, Đề tài KC 04-07. 5. Lê Quang Diễn, Doãn Thái Hòa (2013), “Ứng dụng enzyme trong sản xuất bột giấy hiệu suất cao từ thân cây ngô - Phần I, Hiệu quả của lignin peroxidase”, Tạp chí Khoa học và Công nghệ các trường Đại học kỹ thuật, (92), tr.142-146. 6. Nguyễn Lân Dũng, Nguyễn Đình Quyến, Phạm Văn Ty (1998), Vi sinh vật học, Nxb Giáo dục, Hà Nội, 537 tr. 7. Phạm Hồng Hải, Ngô Kim Chi (2007), Xử lí số liệu và quy hoạch thực nghiệm trong nghiên cứu hóa học, Nxb Khoa học tự nhiên và Công nghệ, Hà Nội. 8. Nguyễn Ngọc Hạnh, Mai Thành Chí (2006), Nghiên cứu quy trình công nghệ chiết xuất tinh dầu tiêu, quế và trầm bằng CO2 lỏng siêu tới hạn và sản xuất piperine từ phế phẩm của tiêu, Tp Hồ Chí Minh. 9. Phạm Hoàng Hộ (1999), Cây cỏ Việt Nam, quyển I, Nxb Trẻ, Tp. Hồ Chí Minh. 10. Đặng Diễm Hồng (2016), Nghiên cứu qui trình tách chiết dầu sinh học giàu axit béo omega 3 và omega 6 (EPA, DHA, DPA) từ sinh khối vi tảo biển dị dưỡng, Chương trình công nghệ sinh học trong chế biến, Bộ Công thương. 11. Lại Mai Hương (2004), Khảo sát thành phần lipid trong một số loài cá biển Việt Nam và nghiên cứu phương pháp làm giàu acid béo không no từ phế phụ phẩm của ngành chế biến hải sản, Đề tài của Trường Đại học Bách Khoa Tp Hồ Chí Minh. 135 12. Nguyễn Thị Mỹ Hương (2011), “Sử dụng sản phẩm thuỷ phân protein từ đầu cá ngừ trong thức ăn cho tôm”, Tạp chí khoa học công nghệ thuỷ sản, Đại học Nha Trang, (1), tr.99-108. 13. Văn Ngọc Hướng (2003), Hương liệu và ứng dụng, Nxb Khoa học và kỹ thuật, Hà Nội. 14. Lê Gia Hy, Đặng Tuyết Phương (2010), Enzyme vi sinh vật và chuyển hóa sinh học - Nguyên lý và ứng dụng, Nxb Khoa học tự nhiên và Công nghệ, Hà Nội. 15. Dương Minh Lam, Trương Thị Chiên (2013), “Nghiên cứu một số đặc tính sinh học của chủng nấm đảm Trametes maxima CPB30 sinh laccase ứng dụng trong xử lí màu nước ô nhiễm do thuốc nhuộm”, Tạp chí sinh học, 35(4), tr.477-483. 16. Phạm Quốc Long, Châu Văn Minh (2005), Lipid và các axit béo hoạt tính sinh học có nguồn gốc thiên nhiên, Nxb Khoa học và Kỹ thuật, 213tr. 17. Phạm Quốc Long (chủ nhiệm) (2013), Nghiên cứu quy trình công nghệ sản xuất thuốc chữa bệnh viêm khớp dạng thấp và một số thực phẩm chức năng từ nguyên liệu sinh vật biển, Đề tài Bộ Công thương, Hà Nội. 18. Vũ Ngọc Lộ, Đỗ Chung Võ, Nguyễn Mạnh Pha, Lê Thúy Hạnh (1996), Những cây tinh dầu Việt Nam (Khai thác, chế biến, ứng dụng), Nxb Khoa học và Kỹ thuật, Hà Nội, 181tr. 19. Đỗ Tất Lợi (2006), Những cây thuốc và vị thuốc Việt Nam, Nxb Y học - Nxb Thời đại, Hà Nội. 20. Nguyễn Đức Lượng (1996), Nghiên cứu tính chất một số vi sinh vật có khả năng tổng hợp cellulase cao và ứng dụng chúng trong công nghệ xử lý chất thải hữu cơ, Luận án phó tiến sĩ Khoa học và kỹ thuật, Trường Đại học Bách khoa Hà Nội. 21. Lã Đình Mỡi, Lưu Đàm Cư, Trần Minh Hợi, Nguyễn Thị Thủy, Nguyễn Thị Phương Thảo, Trần Huy Thái, Ninh Khắc Bản (2001), Tài nguyên thực vật có tinh dầu ở Việt Nam, tập 1, Nxb Nông nghiệp Hà Nội. 22. Nguyễn Văn Mùi (2001), Thực hành hóa sinh học, Nxb Đại học Quốc gia Hà Nội, 173tr. 136 23. Nguyễn Thị Minh Nguyệt, Trần Nguyễn Mỹ Châu, Võ Bửu Lợi, Đặng Thị Thanh Hương (2009), Nghiên cứu sử dụng enzyme trong chiết tách dầu béo và các thành phần của cám gạo, Đề tài Bộ Công thương, Hà Nội. 24. Thái Lâm Phát (2008), Nghiên cứu tinh luyện dầu cá, Luận văn thạc sỹ, Trường Đại học Bách Khoa TP. Hồ Chí Minh. 25. Nguyễn Kim Phi Phụng (2007), Phương pháp cô lập hợp chất hữu cơ, Nxb Đại học quốc gia Hồ Chí Minh. 26. Đào Mạnh Sơn, Nguyễn Viết Nghĩa (2006), “Hiện trạng nguồn lợi và tình hình khai thác cá ngừ đại dương ở Việt Nam”, Tạp chí Thủy sản, (7), tr.20 - 23. 27. Đỗ Trung Sỹ, Hoàng Thị Bích, Đỗ Quang Kháng, Ngô Quốc Anh (2015), “Nghiên cứu phương pháp thủy phân phế thải rong nâu sử dụng kết hợp acid và enzyme”, Tạp chí Hóa học, 54 (2e), tr.121-127. 28. Đỗ Trung Sỹ, Ngô Quốc Anh, Hoàng Thị Bích, Trần Quốc Toàn, Lê Tất Thành, Nguyễn Huy Tùng, Đặng Thu Thảo, Lê Mai Hương (2014), Xác định hàm lượng đường glucose trong dịch thủy phân cellulose có trong rong biển bởi nấm mốc ASPERGILLUS TERRIUS AF67, Hội nghị khoa học toàn quốc về sinh học biển và phát triển bền vững lần thứ hai (2014), tr.711- 721. 29. Đỗ Trung Sỹ, Trần Đình Toại, Lê Tất Thành, Hoàng Thị Bích, Nguyễn Văn Tuyến Anh, Nguyễn Đình Tuyến, Phạm Quốc Long (2012), Nghiên cứu quy trình thủy phân cá tạp và phế liệu thủy sản bằng enzyme để sản xuất sản phẩm cao đạm giàu axit amin ứng dụng trong y, dược, Hội nghị quốc tế Biển Đông 2012, Nha Trang, 12-14/9/2012, tr.520-528. 30. Lê Tất Thành, Hoàng Thị Bích, Trần Quốc Toàn, Nguyễn Thị Biển, Nguyễn Quang Tùng (2016), Ảnh hưởng của một số yếu tố tới quá trình thủy phân dầu đầu cá ngừ bằng enzyme lipase từ Candida rugosa. 31. Trần Đình Thắng (2016), Hợp chất thiên nhiên, Nxb Đại học Vinh. 32. Đặng Thị Thu, Lê Ngọc Tú, Tô Kim Anh, Phạm Thu Thủy, Nguyễn Xuân Sâm (2004), Công nghệ enzyme, Nxb Khoa học và Kỹ thuật, Hà Nội, 304 tr. 137 33. Đặng Thị Thu, Ngô Tiến Hiền, Quyền Đình Thi, Phùng Thị Thủy, Hoàng Lan, Đỗ Biên Cương, Thiều Linh Thùy Và Nguyễn Thị Sánh (2004), Nghiên cứu công nghệ sản xuất một số loại dầu béo bằng lipaza, đề tài nhành của nghiên cứu cấp Nhà nước, mã số: KC 04-07, Viện Công nghệ Thực phẩm, Hà Nội. 34. Lưu Thị Lệ Thủy (chủ nhiệm) (2008), Nghiên cứu xây dựng qui trình công nghệ sản xuất dầu từ hạt bí đỏ bằng phương pháp enzyme, Đề tài Bộ Công thương, Hà Nội. 35. Trần Đình Toại, Trần Thị Hồng (2007), “Tương lai ứng dụng Enzyme trong xử lý phế thải”, Tạp chí Khoa học Đại học Quốc gia Hà Nội, Khoa học Tự nhiên và Công nghệ, (23), tr.75-85 36. Trần Đình Toại, Phạm Hồng Hải, Nguyễn Bá Kiên, Hoàng Thị Bích, Đỗ Trung Sỹ (2011), “Nghiên cứu tối ưu hoá quá trình thuỷ phân cellulose tách từ rơm rạ thành đường tan của nấm mốc Aspergillus terrius để sản xuất ethanol- nhiên liệu sinh học”, Tạp chí Khoa học và Công nghệ, (6), tr.38- 42. 37. Trung tâm Thông tin thủy sản (2012), Báo cáo tình hình sản xuất 8 tháng đầu năm 2012, Hà Nội. 38. Nguyễn Anh Tuấn (2011), Tận dụng nguyên liệu còn lại trong chế biến thủy sản, Báo cáo hội thảo. Tài liệu tiếng Anh 39. Abdul Khalil H.P.S., Siti Alwani, M., and Mohd Omar, A. K (2006), Cell walls of tropical fibers, BioResources 1(2), pp.220-232. 40. Ademola Monsur Hammed A. M, Irwandi Jaswir, Azura Amid, Zahangir Alam, Tawakalit Tope, Asiyanbi-H & Nazaruddin Ramli (2013), Enzymeatic Hydrolysis of Plants and Algae for Extraction of Bioactive Compounds, Food Reviews International, 29(4), pp.352-370. 41. Akoh C.C and Min D.B (2008), Food lipids: chemistry, nutrition, and biotechnology, 3th ed., CRC Press, Taylor and Francis Group. 138 42. Ali Bougatef, Rafik Balti, Anissa Haddar, Kemel Jellouli, Nabil Souissi, and Moncef Nasri (2012), Protein Hydrolysates from Bluefin Tuna (Thunnus thynnus) Heads as Influenced by the Extent of Enzymeatic Hydrolysis, Biotechnology and Bioprocess Engineering 17, pp.841-852. 43. Ali SM, Khan AA, Ahmed I, Musaddiq M, Ahmed KS, Polasa H, et al (2005), Antimicrobial activities of eugenol and cinnamaldehyde against the human gastric pathogen Helicobacter pylori, Ann Clin Microbiol Antimicrob; 4, pp.20. 44. Anastas, Paul T.; Warner, John C. (1998). Green chemistry: theory and practice. Oxford [England]; New York: Oxford University Press. 45. Asger M., Sharif Y., and Bhatti H. N. (2010), Enhanced production of ligninolytic enzymes by Ganoderma lucidum IBL-06 using lignocellulosic agricultural wastes, Inter. J. Chem. Reactor Eng. 8 (1), pp.1-17. 46. Ashgari J., Touli C. K. and Mazaheritehrani M. (2010), Microwave assisted hydrodistillation of essential oils from Echinophora platyloba DC, Journal of Medicinal Plants Research, vol. 6 (28), pp. 4475-4480, 2010. 47. Awika, J.M. et al. (2003), Screening methods to measure antioxidant activity of sorghum (Sorghum bicolor) and sorghum products, J. Agric. Food Chem, (51), pp.6657-6662. 48. Bailey M.J., Biely P.and Poutanen Kaisa (1992), Interlaboratory testing of methods for assay of xylanase activity, Journal of Biotechnology, (23), pp.257-270. 49. Bakker, M.E., Gerritsen, A.F., (1989), A suberized layer in the cell wall of Mucilage cells of Cinnamomum, Ann. Bot. 63, 441-448. 50. Bradford, MM. A rapid and sensitive for the quantitation of microgram quantitites of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry 72: 248-254. 1976. 51. Baldrian P. (2006), Fungal laccases - occurrence and properties, FEMS Microbiol Rev 30(2): 215-42. 52. Bhandari K., Chaurasia S.P & Dalai A.K (2013), Hydrolysis of tuna fish oil using candida rugosa lipase for producing fatty acids containing DHA, International Journal of Applied and Natural Sciences (IJANS), Vol. 2, Issue 3, July 2013, pp.1-12. 139 53. Bickers D, Calow P, Greim H, Hanifin JM, Rogers AE, Saurat JH, et al (2005), A toxologic and dermatologic assessment of cinnamyl alcohol, cinnamaldehyde and cinnamic acid when used as fragrance ingredients. The RIFM expert panel. Food Chem Toxicol; 43, pp.799-836. 54. Biesalski, H.K. et al. (2009), Bioactive compounds: definition and assessment of activity. Nutrition 25, 1202-1205, Denny, A.R. and Buttriss, J.L. (2007) Plant Foods and Health: Focus on Plant Bioactives, EuroFIR Synthesis Report No. 4, EuroFIR Project Management Office/British Nutrition Foundation, London. 55. Blanchette R.A. (1991), Delignification by wood-decay fungi, Annu. Rev, Phytopathol, (29), pp.381-398. 56. Blight E. G., and Dyer W. J, (1959), A rapid method of total lipid extration and purification, Canad. J. Biochem. Physiol, 37, pp. 911. 57. Bougatef A., Balti R., Haddar A., Jellouli K., Nabil Souissi, and Moncef Nasri (2012), Protein Hydrolysates from Bluefin Tuna (Thunnus thynnus) Heads as Influenced by the Extent of Enzymeatic Hydrolysis, Biotechnology and Bioprocess Engineering 17: pp.841-852. 58. Boulila A., Hassen I., Haouari L., Mejri F., Amor I. B., Casabianca H., Hosni K. (2015), Enzyme-assisted extraction of bioactive compounds from bay leaves (Laurus nobilis L.), Industrial Crops and Products 74, pp.485-493. 59. Bradford M.M. (1976), Rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding, Anal. Biochem., (72), pp.248-254. 60. Blois, M.S. (1958), Antioxidant Determinations by the Use of a Stable Free Radical. Nature, 181, 1199-1200.. 61. Calinescu, I., Gavrila, A.I., Ivopol, M., Ivopol, G.C., Popescu, M., Mircioaga, N., (2014), Microwave assisted extraction of essential oils of enzymeatically pretreated lavender (Lavandula angustifolia Miller), Cent. Eur. J. Chem, (12), pp.829-836. 140 62. Camarero, S.; Ibarra, D.; Martínez, M.J.; Martinez, A.T (2005), Lignin-Derived Compounds as Efficient Laccase Mediators for Decolorization of Different Types of Recalcitrant Dyes, Appl. Environ. Microbiol, 71), pp.1775-1784. 63. Camarero, S.; Martínez, M.J.; Martínez, A.T (2014), Understanding lignin biodegradation for the improved utilization of plant biomass in modern biorefineries, Biofuels Bioprod. Biorefin, (8), pp.615-625. 64. Cater, C.M., R.D. Hagenmaier, and K.F. Mattil (1974), Aqueous extraction- an alternative oilseed milling process, Journal of the American Oil Chemists' Society, 1974. 54(4): p. 137-141. 65. Cintra, O., Lopez-Munguia, A. and Vernon, J. (1986), Coconut oil extraction by a new enzymeatic process, J. Food Sci., (51), pp.695-697. 66. Coussens, L.M.; Werb, Z (2002), Inflammation and cancer, Nature 2002, 420, 860-867. 67. Chang, K.-S., Tak, J.-H., Kim, S.-I., Lee, W.-.J., Ahn, Y.-J., (2006), Repellency of Cinnamomum cassia bark compounds and cream containing cassia oil to Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) under laboratory and indoor conditions. Pest Manag. Sci. 62, 1032-1038. 68. Chang, S.-T., Chen, P.-F., Chang, S.-C., (2001), Antibacterial activity of leaf essential oils and their constituents from Cinnamomum osmophloeum. J. Ethnopharmacol. 77, 123-127. 69. Chao L, Yang RF, Fu XF (2008), Ultrasonic-assisted supercritical CO2 extraction of volatile oil from compound recipe of clove and cinnamon, J S China Univ Technol 36:67-71. 70. Chao LK, Hua K-F, Hsu H-Y et al (2005), Study on the antiinflammatory activity of essential oil from leaves of Cinnamomum osmophloeum, J Agric Food Chem 53:7274-7278 71. Cheng, S.-S., Chua, M.-T., Chang, E.-H., Huang, C.-G., Chen, W.-J., Chang, S.- T., (2009), Variation in insecticidal activity and chemical compositions of leaf essential oils from Cryptomeria japonica at different ages, Bioresour. Technol. 100, 465-470. 141 72. Chiozza L. (1856), On the artificial production of cinnamon oil, Comptes rendus (in French), (42), pp. 222-227. 73. Choi, J, Lee, K.-T., Ka, H., Jung, W.-T., Jung, H.-J., Park, H.-J., (2001), Constituents of the essential oil of the Cinnamomum cassia stem bark and the biological properties. 74. Chow Ching K. (2008), Fatty acids in foods and their health implication 3th ed., CRC Press, Taylor and Francis Group. 75. Chu, Q.-G., Hu, Z.-H., (1999), Comparative anatomy of oil cells and mucilage cells in the leaves of the Lauraceae in China. Acta Phytotaxon, Sin. 37 (6), 529-540 (In Chinese with an English abstract). 76. Denys J. Charles (2013), Antioxidant Properties of Spices, Herbs and Other Sources, Norway, IA, USA, 589 pp. 77. Ding Z., Peng L., Chen Y., Zhang L., Gu Z., Shi G. and Zhang K. (2012), Production and characterization of thermostable laccase from the mushroom, Ganoderma lucidum, using submerged fermentation, African Journal of Microbiology Research 6 (6), pp. 1147-1157. 78. Dobozi, S., Halasz, A., Kovacs, K. E., & Szacks, G. (1988), Enhancement of mustard oil yield by cellulolytic pretreatment, Applied Microbiology Biotechnology, 29(1), pp. 39-43 79. Doi R. H. (2008), Cellulases of Mesophilic Microorganisms: Cellulosome and Noncellulosome Producers, Ann. N. Y. Acad. Sci. 1125, pp.267-279. 80. Domadia P., Swarup S., Bhunia A., Sivaraman J., Dasgupta D. (2007), Inhibition of bacterial cell division protein FtsZ by cinnamaldehyde, Biochemical pharmacology 74, pp.831-840. 81. Dominquez, H., Nunez, M. J. and Loma, Y. M. (1994), Enzymeatic treatment to enhance oil extraction from fruits and oil seeds: a review, Food Chem, (49), pp.271-286. 82. Dumas J., Peligot E. (1834), On cinnamon oil, the hippuric acid and sebacic acid, Organic chemistry reseach, (57), pp.305-34. 142 83. Dumay, J., Donnay-Moreno, C., Barnathan, G., Jaouen, P., Bergé, J.P., (2006), Improvement of lipid and phospholipid recoveries from sardine (Sardina pilchardus) viscera using industrial proteases, Process Biochemistry 41, pp.2327-2332. 84. Eur J Gastroenterol Hepatol (1996), Jones FA. Herbs-useful plants. Their role in history and today.;8, pp.1227-31. 85. Farid Chemat and Jochen Strube (Eds.) (2015), Green extraction of natural products: theory and practice. 86. Farid Chemat and Maryline Abert Vian (Eds) (2016), Alternative solvents for Natural products extraction. 87. Farnet AM, Gil G, Ferre E. (2008), Effects of pollutants on laccase activities of Marasmius quercophilus, a white-rot fungus isolated from a mediterranean schlerophyllous litter, Chemosphere 70(5): 895-900. 88. Fernandez G. L, Betancor L., Alfonso V., Carrascosa J., Guisan J.M (2011), Release of Omega 3 Fatty acids by the Hydrolysis of fish oil catalyzed by Lipase Immobilized on hydrophobic supports, J. Am Oil Chem Soc 88, pp.173-1178. 89. Folin, O. and Ciocalteau, P. (1927), J.Biol.Chem, 73, pp.627. 90. Freese, S. and Binning, R. (1993), Enzymeatic extraction of spice aromas, Gordian 93(11), pp.171-175. 91. G. Joana Gil-Chávez, José A. Villa, J. Fernando Ayala-Zavala, J. Basilio Heredia, David Sepulveda, Elhadi M. Yahia,and Gustavo A. González Aguilar (2013), Technologies for Extraction and Production of Bioactive Compounds to be Used as Nutraceuticals and Food Ingredients:An Overview, Food Science and Food Safety, Vol.12. 92. Gámez-Meza, N., et al., (2003), Concentration of eicosapentaenoic acid and docosahexaenoic acid from fish oil by hydrolysis and urea complexation, Food Research International 36, pp.721-727. 93. Gardossi, L. et al. (2009), Guidelines for reporting of biocatalytic reactions, Trends Biotechnol. 28, pp.171-180. 143 94. Golmakani, M. T., & Rezaei, K. (2008), Comparison of microwave-assisted hydrodistillation with the traditional hydrodistillation method in the extraction of essential oils from Thymus vulgaris L., Food Chemistry, (109), pp.925-930. 95. Giardina, P.; Faraco, V.; Pezzella, C.; Piscitelli, A.; Vanhulle, S.; Sannia, G. Laccases (2010), A never-ending story. Cell. Mol. Life Sci, (67), pp.369-385. 96. Hamidpour R., Hamidpour M., Hamidpour S., Shahlari M. (2015), Cinnamon from the selection of traditional applications to its novel effects on the inhibition of angiogenesis in cancer cells and prevention of Alzheimer's disease, and a series of functions such as antioxidant, anticholesterol, antidiabetes, antibacterial, antifungal, nematicidal, acaracidal, and repellent activities, Journal of Traditional and Complementary Medicine 5, pp.66-70. 97. Hammed A.M, Jaswir I., Amid A., Alam Z., Asiyanbi T.T, ramli N. (2013), Enzymeatic Hydrolysis of Plants and Algae for Extraction of Bioactive Compounds, Food Reviews International, (29), pp.352-370. 98. Hongyan Mu, Jun Jin, Dan Xie, Xiaoqiang Zou, Xiaosan Wang, Xingguo Wang, Qingzhe Jin (2016), Combined Urea Complexation and Argentated Silica Gel Column Chromatography for Concentration and Separation of PUFAs from Tuna Oil: Based on Improved DPA Level, J Am Oil Chem Soc 93, pp.1157-1167. 99. Huang T.C, Fu H.Y., Ho C. T., Tan D. , Huang Y.T., Pan M.H (2007), Induction of apoptosis by cinnamaldehyde from indigenous cinnamon Cinnamomum osmophloeum Kaneh through reactive oxygen species production, glutathione depletion, and caspase activation in human leukemia K562 cells, Food Chemistry 103 (2007) 434–443 100. Huang Y.F., Huang J.W., Tao L., Zhang Y. M., (2005), Chemical components of essential oils of Cinnamomum cassia Presl, in different growth year, Acta Sci. Nat. Univ. Sunyatseni 44 (1), pp.82-85. 144 101. Huong Thi My Nguyen, Raul Perez- Galvez, Jean Pascal Berge (2012), Effect of diets containing tuna head hydrolysates on the surcival and growth of shrimp Penaeus vannamei, Aquaculture, pp. 324-325. 102. Huong Thi My Nguyen (2013), Protein and lipid recovery from tuna head using industrial protease, J. Sci. & Devel., Vol. 11, No. 8: 1150-1158. 103. Jeyaratnam, N., Nour, A.H., Akindoyo, J.O., (2016), Comparative study between Hydrodistillation and Microwave-Assisted Hydrodistillation for extraction of Cinnamomum Cassia oil, J. Eng. Appl. Sci, 11 (4), pp.2647- 2652. 104. Jeyaratnam, N., Nour, A.H., Akindoyo, J.O., (2016), The potential of Microwave Assisted Hydrodistillation in extraction of essential oil from Cinnamomum cassia (cinnamon), J. Eng. Appl. Sci. 11 (4), pp.2179-2183. 105. Jiang, Z.-H. and Argyropoulos, D.S (1999), Isolation and Characterization of Residual Lignins in Kraft Pulps, Journal of Pulp and Papar Science, Vol. 25 (1),pp. 25-29. 106. Jiao Jiao, Yu-Jie Fu, Yuan-Gang Zu, Meng Luo, Wei Wang, Lin Zhang, Ji Li (2012), Enzyme-assisted microwave hydro-distillation essential oil from Fructus forsythia, chemical constituents, and its antimicrobial and antioxidant activities, Food Chemistry, (134), pp.235-243. 107. Kaur Gunveen, DavidCameron-Smith Manohar Garg, Sinclair Andrew J (2011), Docosapentaenoic acid (22:5n-3): a review of its biological effects, Progr Lipid Res 50, pp.28-34. 108. Kim, Y.J. et al. (2005), Phenolic extraction from apple peel by cellulases from Thermobifida fusca. J. Agric, Food Chem, (53), pp.9560- 9565. 109. Kristinsson H. G. and Rasco B. A. (2000), Fish Protein Hydrolysates: Production, Biochemical, and Functional Properties, Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 40(1), pp.43-81. 110. Kumar, P.; Barrett, D.M.; Delwiche, M.J.; Stroeve, P. (2009), Methods for pretreatment of lignocellulosic biomass for efficient hydrolysis and biofuel production. Ind. Eng. Chem. Res., 48, pp.3713-3729. 145 111. Laplante, S., Souchet, N., and Bryl, P., (2009), Comparison of low-temperature processes for oil and coenzyme Q10 extraction from mackerel and herring, Eur. J., Lipid Sci. Technol., 111, pp.135-141. 112. Lee H.S., Kim BS, and Kim MK (2002) Suppression effect of Cinnamomum cassia bark-derived component on nitric oxide synthase. J Agric Food Chem 50, 7700- 7703. 113. Lee H. S (2009), Chemical Composition of Cinnamomum cassia Leaf Oils and Suppression Effect of Cinnamyl Alcohol on Nitric Oxide Synthase, J. Korean Soc. Appl. Biol. Chem. 52(5), pp.480-485. 114. Lee HS, Ahn YJ (1998), Growth-inhibiting effects of Cinnamomum cassia bark derived materials on human intestinal bacteria, J Agric Food Chem;46, pp.8-12. 115. Leskovac V. (2003), Comprehensive enzyme kinetics, Kluwer Academic Publishers: New York, 1st edn, ISBN 978-0306467127. 116. Li, Y.-q., Kong, D.-x., Huang, R.-s., Liang, H.-l., Xu, C.-g., Wu, H., (2013), Variations in essential oil yields and compositions of Cinnamomum cassia leaves at different developmental stages, Ind. Crops Prod, (47), pp.92-101. 117. Liaset, B., Julshamn, K., Espe, M., (2003), Chemical composition and theoretical nutritional evaluation of the produced fractions from enzymeic hydrolysis of salmon frames with Protamex, Process Biochemistry 38, pp.1747-1759. 118. Liaset, B., Nortvedt, R., Lied, E., Espe, M., (2002), Studies on the nitrogen recovery in enzymeic hydrolysis of Atlantic salmon (Salmo salar, L.) frames by Protamex protease, Process Biochemistry 37, pp.1263-1269. 119. Likhitayawuid K., Angerhofer C.K. (1993), “Cytotoxic and antimalarial bisbenzylisoquinoline alkaloids from Sephania evecta”, Jounal of Natural Products, 56 (1), pp.30-38. 120. Linder, M., Fanni, J., Parmentier, M., (2005), Proteolytic extraction of salmon oil and PUFA concentration by lipases, Marine Biotechnology, 7(1), pp.70-75. 121. Linthorst J. A.(2010), An overview: origins and development of green 146 chemistry, Found Chem, (12), pp.55-68. 122. Liu, S., Zhang, C., Hong, P., Ji, H., (2006), Concentration of docosahexaenoic acid (DHA) and eicosapentaenoic acid (EPA) of tuna oil by urea complexion: Optimization of process parameters, Journal of Food Engineering, 73, pp.203, 209. 123. Lucchesi ME, Chemat F, Smadja J (2004), Solvent-free microwave extraction of essential oil from aromatic herbs: comparison with conventional hydro- distillation, J Chromatogr A 1043:323-327. 124. Madzak C, Mimmi MC, Caminade E, Brault A, Baumberger S, Briozzo P, Mougin C, Jo- livalt C (2006), Shifting the optimal ph of activity for a laccase from the fungus Trametes versicolor by structure-based mutagenesis, Protein Eng Des Sel, 19(2), pp.77-84. 125. Magiatis P, Skaltsounis AL, Chinou I, Haroutounian SA (2002), Chemical composition and in vitro antimicrobial activity of the essential oils of three Greek Achillea species, Z Naturforsch C;57, pp.287-90. 126. Maheshwari M. L., Jain T. C., Bates RB, Battacharyya S.C., (1993), Terpenoids XLI. Structure and absolute configuration of alpha- agrofuran, beta- agarofuran and dihydroagarofuran, Tetrahedron, (19), pp.1079-1019. 127. Makrides M, Gibson RA, McPhee AJ, Yelland L, Quinlivan J, Ryan P. (2010), Effect of DHA supplementation during pregnancy on maternal depression and neurodevelopment of young children: a randomized controlled trial, JAMA. 304 (15), pp.1675 -83. 128. Mbatia, N.B., (2011), Valorisation of fish waste biomass through recovery of nutritional lipids and biogas, Doctoral thesis, Lund University, Sweden. 129. Miller G. L (1959), Use of dinitrosalicylic acid reagent for determination of reducing sugar, Anal. Chem. 3, pp. 426-428. 130. Moleyar V, Narasimham P (1992), Antibacterial activity of essential oil components, Int J Food Microbiol;16, pp. 337-42. 131. Moller JKS, Lindberg Madsen H, Aaltonen T, Skibsted LH (1999), Dittany (Origanum dictamnus) as a source of water-extractable antioxidants, 147 Food Chem 1999, 64:215-219. 132. Mondal, K., I. Roy, and M.N. Gupta (2004), Enhancement of catalytic efficiencies of xylanase, pectinase and cellulase by microwave pretreatment of their substrates, Biocatalysis and Biotransformations, (22), pp. 9-16. 133. Mukhopadhayay M., (2000), Natural Extracts Using Supercritical Carbon Dioxide. CRC Press Florida. 134. Munish Puri, Deepika Sharma and Colin J. Barrow (2012), Enzyme assisted extraction of bioactives from plants, Trends in Biotechnology, Vol. 30, No. 1, pp. 37-44. 135. Murugesan K, Nam I, Kim Y, Chang Y. (2007), Decolorization of reactive dyes by a ther-mostable laccase produced by Ganoderma lucidum in solid state culture, Enzyme Microb Technol, 40(7), pp. 1662-1672. 136. Nabavi S.F, Lorenzo A. D, Izadi M., Sánchez E.S, Daglia M. and Nabavi S.M., (2015), Antibacterial Effects of Cinnamon: From Farm to Food, Cosmetic and Pharmaceutical Industries, Nutrients, 7(9), pp.7729-7748. 137. Nitthiyah Jeyaratnam, Abdurahman Hamid Nour, Ramesh Kanthasamy, Azhari Hamid Nour, A.R. Yuvaraj, John Olabode Akindoyo (2016), Essential oil from Cinnamomum cassia bark through hydrodistillation and advanced microwave assisted hydrodistillation, Industrial Crops and Products, (92), pp.57-66. 138. Nguyen H.T.M., Sylla K. S. B., Randriamahatody Z., Donnay-Moreno C., Moreau J., Tran L.T, Berge J. P. (2011), Enzymeatic hydrolysis of yellowfin tuna (Thunnus albacares) by products using Protamex protease, Food Technology and Biotechnology 49 (1), pp.48-55. 139. Pereira E. B., Castro, moraes F. F. D., Morase F. F.D and Zanin G.M (2001), Kinetic Studies of Lipase from Candida rugosa- A Comparative Study Between Free and Immobilized Enzyme onto Porous Chitosan Beads, Applied Biochemistry and Biotechnology, Vol. 91-93, pp.739-752. 140. Ping Li, Lin Tian, Tao Li (2015), Study on Ultrasonic-Assisted Extraction of Essential Oil from Cinnamon Bark and Preliminary Investigation of Its 148 Antibacterial Activity. 141. Presti, M. L., Ragusa, S., Trozzi, A., Dugo, P., Visinoni, F., Fazio, A., (2005), A comparison between different techniques for the isolation of rosemary essential oil, Journal of Separation Science, (28), pp.273-280. 142. Pham Thanh Loan, Ngo The Long, Cao Van, Nguyen Thi Kim Thom, Nguyen Đac Trien (2015), Building the models of Intergrated Pest Management (IPM) for Cinnamomum cassia in Van Yen district, Yen Bai province, Journal of Agricultural Technology 2015 Vol. 11(8): 2469-2480. 143. Qin Chen, megan N. Marshall, Scott M. Geib (2012), Effects of laccase on lignin depolymerization and enzymeatic hydrolysis of ensied corn stover, Bioresourse 144. Ramadan, M.F. et al. (2009), Chromatographic analysis for fatty acids and lipid-soluble bioactives of Derris indica crude seed oil, J. Chromatogr. (70), pp.103-108. 145. Ranalli, A., Lucera, L., Contento, S., Simone, N. and Re, P. del. (2004), Bioactive constituents, flavours and aroma of virgin oils obtained by processing olives with a natural enzyme extract, European Journal of Lipid Science and Technology. 106(3), pp.187-197. 146. Ravindran, P., Nirmal Babu, K., Shylaja, M., (2004), C Innamon and Cassia: the Genus Cinnamomum, Medicinal and Aromatic Plants-industrial Profiles v. 36. CRC Press, Boca Raton. 147. Rosenthal, A., D.L. Pyle, and K. Niranjan (1996), Aqueous and enzymeatic processes for edible oil extraction, Enzyme and Microbial Technology, (19), pp. 403-429. 148. Rui Wang, Ruijiang Wang, Bao Yang (2009), Extraction of essential oils from five cinnamon leaves and identification of their volatile compound compositions, Innovative Food Science and Emerging Technologies 10, pp. 289-292. 149. Salampessy J., Phillips M, Seneweera S, Kailasapathy K (2010), Release of antimicrobial peptides through bromelain hydrolysis of leatherjacket 149 (Meuchenia sp.) insoluble proteins, Food Chemistry 120, pp. 556-560. 150. Salgado-Roman, M., Botello-Alvarez, E., Rico-Martinez, R., Jimenez-Islas, H., Cardenas-Manriquez, M., & Navarrete-Bolanos, J. L. (2008), Enzymeatic treatment to improve extraction of capsaicinoids and carotenoids from chili (Capsicum annuum) fruits, Journal of Agriculture Food Chemistry, 56(21), pp.10012-10018. 151. Salina H. F., Shima A.R., Masniza M., Faeizah H. N (2013), Enzyme assisted aqueous extraction and phenolic antioxidants of onion oil, International Journal of Science, Environment and Technology, Vol. 2, No 5, pp.949 - 955. 152. Sarot Cheenpracha, Eun-Jung Park, Bahman Rostama, John M. Pezzuto and Leng Chee Chang (2010). Inhibition of Nitric Oxide (NO) Production in Lipopolysaccharide (LPS)-Activated Murine Macrophage RAW 264.7 Cells by the Norsesterterpene Peroxide, Epimuqubilin A, Mar. Drugs 2010, 8, pp.429-437. 153. Sathivel, S., Smiley, S., Prinyawiwatkul, W., and Bechtel, J.P., (2005), Functional and Nutritional Properties of Red Salmon (Oncorhynchus nerka) Enzymeatic Hydrolysates, Journal of Food Science - Vol. 70, pp.401-406. 154. Sayantani Dutta and Paramita Bhattacharjee (2015), Enzyme-assisted supercritical carbon dioxide extraction of black pepper oleoresin for enhanced yield of piperine-rich extract, Journal of Bioscience and Bioengineering Vol. 120 No. 1, pp.17-23. 155. Shan B., Yizhong Z. C., Sun M., and Corke H., (2005), Antioxidant Capacity of 26 Spice Extracts and Characterization of Their Phenolic Constituents, J. Agric. Food Chem., 2005, 53 (20), pp. 7749-7759. 156. Shilei Geng, Zhaoxue Cui, Xinchao Huang a, Yufen Chen, Di Xu c, Ping Xiong (2011), Variations in essential oil yield and composition during Cinnamomum cassia bark growth, Industrial Crops and Products, (33), pp.248-252. 157. Shimada, Y., Maruyama, K., Sugihara, A. Moriyama, S., Tominaga, Y. (1997), Purifi cation of docosahexaenoic acid from tuna oil by a two-step 150 enzymeatic method: hydrolysis and selective esterifi cation, Journal of the American Oil Chemists’ Society.74, pp.1441-1446. 158. Sibel .K, N. Sedef, K. Nural, S. Sahin, S. Gulum and B. Beste (2012), Microwave-assaited hydrodistillation of essential oil from rosemary, Journal of Food Science Technology. 159. Slizyté, R., Dauksas, E., Falch, E., Rustad, T., Storro, I., (2005), Yield and composition of different fractions obtained after enzymeatic hydrolysis of cod (Gardus morhua) by-products, Process Biochemistry, (40), pp.1415-1424. 160. Slizyté, R., Rustad, T., Storro, I., (2005), Enzymeatic hydrolysis of cod (Gardus morhua) by-products - Optimization of yield and properties of lipid and protein fraction, Process Biochemistry, (40), pp.3680-3692. 161. Sowbhagya H.B., Purnima K. T., Florence S. P., Rao A.G., Srinivas P. (2009), Evaluation of enzyme-assisted extraction on quality of garlic volatile oil, Food Chemistry 113, pp. 1234-1238. 162. Sowbhagya H. B. & Chitra V. N. (2010), Enzyme-Assisted Extraction of Flavorings and Colorants from Plant Materials, Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 50:2, pp.146-161. 163. Sowbhagya H.B., Srinivas P., Krishnamurthy N. (2010), Effect of enzymes on extraction of volatiles from celery seeds, Food Chemistry, (120), pp.230-234. 164. Sowbhagya H.B., Srinivas P., Purnima K.T., Krishnamurthy N. (2011), Enzyme-assisted extraction of volatiles from cumin (Cuminum cyminum L.) seeds, Food Chemistry, (127), pp.1856-1861. 165. Srebotnik E., Hammel K. E. (2000), Degradation of nonphenolic lignin by the laccase/1-hydroxybenzotriazole system, Journal of Biotechnology (81), pp.179-188. 166. Sun J. X. and Sun R. C. (2004), Isolation and characterization of cellulose from sugarcane bagasse, Journal Polymer Degradation and Stability,Vol 84, Issue 2, pp. 331-339. 167. Thomas M, Wood and K. Mahalingeshwara Bhat (1998), Methods in Enzymeology, Vol. 160, 8, pp.7-112. 151 168. Tran Thanh Truc, Le Kim Thanh and Nguyen Van Muoi (2008), Effect of pH and temperature on activity of bromelain in pineapple fruit, The 1st Conference Food Science and Technology Mekong delta, March 20- 22, pp.35-138. 169. Unlu M., Ergene E., Unlu G.V., Zeytinoglu H.S., Vural N. (2010), Composition, antimicrobial activity and in vitro cytotoxicity of essential oil from Cinnamomum zeylanicum Blume (Lauraceae), Food and Chemical Toxicology 48, 3274-3280. 170. Vanden Bergher D. A., and Vlietinck (1991), “Screening methods for Antibacterial and Ativiral Agent from Higher Plants”, Methods in Plant biochemistry, Academic Press., USA, Vol. 6, pp.113-117. 171. Wood T. M. and Bhat K. M (1988), Methods for measuring cellulose activities, Methods in Enzymeology 160, pp. 87-112. 172. Yoshii Eiichi, Koizumi Toru, Oribe Takiko (1987), The structure of agarotetrol: a novel highly oxygenated chromone from agarwood (Jinko), Tetrahedron Letters, (41), pp.3921-3924. 173. Zhongyang Ding, Lin Peng, Youzhi Chen, Liang Zhang, ZhenghuaGu, Guiyang Shi and Kechang Zhang (2012), Production and characterization of thermostable laccase from the mushroom, Ganoderma lucidum, using submerged fermentation, African Journal of Microbiology Research, Vol. 6 (6), pp.1147-1157. PHỤ LỤC