Luận án Nghiên cứu sinh học, sinh thái và nhân giống rong bắp sú - Kappaphycus striatus (F. Schmitz) Doty ex P.C. Silva, 1996

3.13. Khối lượng khô rong in vitro và rong tự nhiên nuôi trồng ngoài tự nhiên sau 12 tuần 0 100 200 300 400 500 0 2 4 6 8 10 12 K h ố i lư ợ n g t ư ơ i (g ) Thời gian nuôi (tuần) Giống in vitro Giống tự nhiên 0 10 20 30 40 50 60 2 4 6 8 10 12 K h ố i lư ợ n g k h ô ( g ) Thời gian nuôi (tuần) Giống in vitro Giống tự nhiên Giống in vitro Giống in vitro Giống tự nhiên 111 Tương tự như khối lượng tươi và khô của rong, TĐTT cũng khác nhau ở các khoảng thời gian khác nhau và phụ thuộc vào nguồn gốc giống. Sau 2 tuần nuôi, TĐTT của rong có nguồn gốc tự nhiên (2,08%/ngày) cao hơn so với TĐTT của rong có nguồn gốc in vitro (1,59%). Những tuần sau đó, TĐTT rong có nguồn gốc in vitro luôn luôn cao hơn so với rong có nguồn gốc từ tự nhiên. Vào tuần nuôi thứ 6, TĐTT của rong có nguồn gốc in vitro đạt cao nhất (4,70%/ngày), trong khi đó, rong có nguồn gốc tự nhiên có xu hướng giảm so với thời gian đầu thả giống (0,53%/ngày). Kết thúc thí nghiệm, TĐTT đều giảm và đạt 1,05%/ngày đối với rong có nguồn gốc in vitro và tăng trưởng âm (-0,11%/ngày) đối với rong có nguồn gốc tự nhiên. Nếu xét về cả quá trình nuôi thì TĐTT tích lũy của rong có nguồn gốc in vitro đạt 2,57%/ngày cao gấp 4,42 lần TĐTT rong có nguồn gốc từ tự nhiên (0,57%/ngày) (Biều đồ 3.14). Biểu đồ 3.14. TĐTT của rong in vitro và rong tự nhiên nuôi trồng ngoài tự nhiên sau 12 tuần Bên cạnh đó, tỉ lệ khô tươi cũng khác nhau giữa nguồn gốc giống và phụ thuộc vào thời gian nuôi trồng. Nhìn chung tỉ lệ khô tươi tăng theo thời gian nuôi trồng. Sau 2 tuần thả giống tỉ lệ khô tươi của rong có nguồn gốc in vitro (9,21%) thấp hơn so với tỉ lệ khô tươi của rong có nguồn gốc tự nhiên (9,56%). Sau 10 tuần nuôi trồng, tỉ lệ khô tươi cao nhất ở cả hai nghiệm thức. Tỉ lệ khô tươi trong thời gian này của rong có nguồn gốc in vitro (12,50%) cao hơn so với rong có nguồn gốc tự nhiên (10,81%). Kết thúc thí nghiệm, tỉ lệ khô tươi giảm ở cả hai nghiệm thức, tuy nhiên không đáng kể (Biểu đồ 3.15). Như vậy, rong được thu hoạch sau 10 tuần nuôi trồng để đánh giá hàm lượng và chất lượng carrageenan ở nội dung sau. -1 0 1 2 3 4 5 6 2 4 6 8 10 12 T ố c đ ộ t ă n g t rư ở n g ( % /n g à y ) Thời gian nuôi (tuần) Giống in vitro Giống tự nhiên Giống in vitro 112 Biểu đồ 3.15. Tỉ lệ khô tươi rong in vitro và rong tự nhiên nuôi trồng ngoài tự nhiên sau 10 tuần Cây con có nguồn gốc in vitro đã quen với việc phát triển trong điều kiện vô trùng, nhiệt độ và CĐAS thấp. Do vậy khi chuyển ra bên ngoài môi trường khắc nghiệt, cần có bước đệm giúp cây con làm quen với điều kiện bên ngoài bằng cách nuôi trong các bể kính với nhiệt độ và CĐAS tăng dần đến khi đạt được điều kiện tự nhiên. Thời gian đầu thả giống, rong có nguồn gốc in vitro cần có thời gian làm quen và thích nghi với điều kiện môi trường tự nhiên nên TĐTT (1,59%/ngày) thấp hơn so với rong có nguồn gốc tự nhiên (2,08%/ngày). Trong suốt 12 tuần nuôi trồng cây con có nguồn gốc in vitro có TĐTT tích lũy cao gấp 4,42 lần TĐTT của rong có nguồn gốc ngoài tự nhiên. Kết quả của nghiên cứu này phù hợp với nghiên cứu của Reddy và cộng sự [48] trên đối tượng rong Sụn. Rong có nguồn gốc in vitro có TĐTT cao gấp 1,5 – 1,8 lần so với TĐTT của rong có nguồn gốc ngoài tự nhiên [48]. Cũng trong nghiên cứu này, rong Sụn có nguồn gốc in vitro có TĐTT đạt 8,11%/ngày trong suốt mùa vụ nuôi 90 ngày. Ở nghiên cứu này, rong có nguồn gốc in vitro có TĐTT thấp hơn nhiều (2,57%/ngày) trong 12 tuần nuôi, vào tuần thứ 4 – 6 thí nghiệm TĐTT là (4,70%/ngày). Đây là sự cải thiện đáng kể về chất lượng giống so với nguồn gốc giống tự nhiên. Tuy nhiên, khi so sánh với chất lượng giống trước đây hoặc các nghiên cứu trước ở nước ngoài thì TĐTT thấp hơn. Điều này có thể giải thích, nhân giống bằng phương pháp nuôi cấy in vitro đã cải thiện được chất lượng giống ban đầu nhưng không có nghĩa chất lượng giống sẽ tốt như giống cách đây gần hai mươi năm. Vì vậy, cần phải tiến hành di nhập nguồn giống ban đầu từ các nước có quần thể rong 0 2 4 6 8 10 12 14 2 4 6 8 10 12 T ỉ lệ k h ô t ư ơ i (% ) Thời gian nuôi (tuần) Giống in vitro Giống tự nhiên Giống in vitro 113 ngoài tự nhiên và sử dụng những mẫu này để nhân giống hàng loạt. Sau 10 tuần nuôi trồng, tỉ lệ khô tươi tăng cực đại ở cả hai nghiệm thức và tỉ lệ khô tươi của rong có nguồn gốc in vitro (12,50%) cao hơn so với rong có nguồn gốc tự nhiên (10,81%). Đây là kết quả đáng ghi nhận của rong có nguồn gốc in vitro. Trong cùng thời gian nuôi trồng trong cùng một điều kiện, rong có nguồn gốc in vitro có sinh khối cao hơn và tỉ lệ khô tươi cao hơn so với rong có nguồn gốc tự nhiên. 3.2.4.3. Đánh giá hàm lượng và chất lượng carrageenan của dòng rong nâu Sacol có nguồn gốc in vitro Sau 10 tuần nuôi trồng ngoài tự nhiên, rong có nguồn gốc in vitro và rong có nguồn gốc ngoài tự nhiên được thu hoạch, sau đó rong được rửa sạch và phơi khô. Kết quả phân tích hàm lượng và chất lượng carrageenan của rong có nguồn gốc in vitro cao hơn so với rong có nguồn gốc tự nhiên (Biểu đồ 3.16 – 3.18). Hàm lượng carrageenan của rong có nguồn gốc in vitro (28,83%) cao hơn so với hàm lượng carrageenan của rong có nguồn gốc tự nhiên (24,33%) sau 10 tuần nuôi (Biểu đồ 3.16). Biểu đồ 3.16. Hàm lượng carrageenan rong in vitro và rong tự nhiên nuôi trồng ngoài tự nhiên sau 10 tuần Chất lượng carrageenan được thể hiện ở chỉ số sức đông và độ nhớt của carrageenan. Sức đông và độ nhớt của carrageenan chiết xuất từ rong có nguồn gốc in vitro (928,67 g.cm-2; 34,17 cps; tương ứng) cao hơn so với sức đông của carrageenan có nguồn gốc tự nhiên (909,00 g.cm-2; 28,50 cps; tương ứng) (Biểu đồ 3.17 và 3.18). 0 5 10 15 20 25 30 35 Giống in vitro Giống tự nhiên H à m l ư ợ n g c a rr a g e e n a n ( % /w ) Giống in vitro Giống tự nhiên 114 Biểu đồ 3.17. Sức đông của carrageenan được chiết xuất từ rong có nguồn gốc in vitro và rong tự nhiên sau 10 tuần Biểu đồ 3.18. Độ nhớt của carrageenan được chiết xuất từ rong có nguồn gốc in vitro và rong tự nhiên sau 10 tuần Có rất nhiều yếu tố ảnh hưởng đến hàm lượng carrageenan như các yếu tố sinh thái gồm ánh sáng mặt trời, dinh dưỡng, nhiệt độ [102], yếu tố sinh lí của rong như độ tuổi, đường kính thân rong, sinh khối, pha sinh trưởng, hàm lượng nước trong quá trình phơi khô hay phương pháp khai thác và phương pháp chiết xuất [102, 112]. Hàm lượng carrageenan cao nhất đến từ rong có nguồn gốc in vitro là 28,83%/w. Rong có nguồn gốc in vitro và rong có nguồn gốc tự nhiên cùng nuôi trong điều kiện sinh thái vào cùng một thời điểm, phương pháp tách chiết carrageenan giống nhau. Vì vậy, hàm lượng carrageenan khác nhau có thể giải thích là do nguồn gốc rong khác nhau, tốc độ sinh trưởng khác nhau nên sinh khối thu được đã khác nhau vào thời 800 820 840 860 880 900 920 940 Giống in vitro Giống tự nhiên S ứ c đ ô n g ( g .c m -2 ) 0 5 10 15 20 25 30 35 40 Giống in vitro Giống tự nhiên Đ ộ n h ớ t (c p s ) Giống tự nhiên Giống in vitro Giống tự nhiên 115 điểm thu hoạch. Cây rong có nguồn gốc in vitro có đường kính thân lớn hơn (dữ liệu không hiển thị) nên tích lũy carrageenan cao hơn. Nhận định này tương tự với Kasim và cộng sự [99] trên đối tượng rong Sụn. Tác giả cho rằng rong biển đã được nuôi trồng cùng một điều kiện sinh thái có nguồn cung cấp chất dinh dưỡng, ánh sáng mặt trời và nhiệt độ tương đối đồng đều. Do đó, sự khác biệt về đường kính của cây rong, hay nói cách khác là sinh khối của bụi rong làm thay đổi khả năng tích lũy carrageenan. Theo nghiên cứu của Budiyanto và cộng sự [112] cho rằng đường kính của cây rong có ảnh hưởng đến hàm lượng carrageenan. Ở cùng độ tuổi, rong có đường kính, sinh khối cao thì có hàm lượng carrageenan cao. Sự phát triển của rong biển tỉ lệ nghịch với hàm lượng carrageenan của nó. Hàm lượng carrageenan cao trong rong có nguồn gốc in vitro bị ảnh hưởng bởi đường kính của cây có kích thước lớn và sự phân bố chất dinh dưỡng được hấp thụ bởi tản rong được sử dụng để tạo thành carrageenan. Sự chênh lệch về hàm lượng carrageenan cũng là do sự khác biệt về sắc tố trong rong biển đóng vai trò quan trọng trong quá trình quang hợp để tạo thành carrageenan. Quang hợp là quá trình hấp thụ năng lượng mặt trời của tế bào thực vật để hỗ trợ sự phát triển tối ưu của rong biển bao gồm cả sự hình thành hàm lượng carrageenan. Dòng rong nâu Sacol có 2 giai đoạn vòng đời là giai đoạn sinh dưỡng và giai đoạn phát sinh. Trong giai đoạn sinh dưỡng, năng lượng được phân phối để tăng trưởng và hình thành carrageenan. Sau đó, giai đoạn phát sinh là nơi năng lượng để hình thành carrageenan bị giảm cho quá trình sinh sản dẫn đến hàm lượng carrageenan trong khi sự phát triển vẫn tiếp tục cho đến khi nó đạt đến điểm tối đa. Từ các kết quả nghiên cứu, sơ đồ quy trình nhân giống in vitro dòng rong nâu Sacol thuộc loài rong Bắp sú thông qua mô sẹo được tiến hành như sau: 116 Hình 3.22. Sơ đồ tóm tắt quy trình nhân giống in vitro dòng rong nâu Sacol (1) Thuần hóa rong (2) Khử trùng mẫu (3) Cảm ứng mô sẹo (4) Nhân nhanh mô sẹo (5) Cảm ứng phôi vô tính (6) Tạo phôi rời trưởng thành (7) Tái sinh cây con 2 cm (8) Nuôi thích nghi bán tự nhiên (9) Nuôi thích nghi ngoài tự nhiên CHƯƠNG 4. KẾT LUẬN VÀ KIẾN NGHỊ 117 4.1. Kết luận Hiện nay, có hai dòng rong nâu Payaka và nâu Sacol đang được nuôi trồng ở vịnh Vân Phong và vịnh Cam Ranh. Sau gần hai mươi năm di trồng, các dòng rong đã bị thoái hóa thể hiện ở TĐTT, hàm lượng và chất lượng carrageenan đã giảm so với trước đây. Dòng rong nâu Sacol nuôi trồng ở vịnh Vân Phong có hàm lượng carrageenan cao hơn do đó được lựa chọn để nghiên cứu nhân giống in vitro. Nghiên cứu thành công quy trình nhân giống in vitro dòng rong nâu Sacol thuộc rong Bắp sú bằng phương pháp nuôi cấy in vitro phát sinh phôi vô tính, mở ra hướng nghiên cứu mới trong tương lai. Kết quả của nghiên cứu đã tìm ra được chất khử trùng nano bạc, đây là chất khử trùng mới, lần đầu tiên ứng dụng trên đối tượng rong biển, có khả năng diệt VSV tốt và thân thiện với môi trường. Đã đánh giá khả năng thích nghi của cây con có nguồn gốc in vitro ra ngoài môi trường tự nhiên cũng như đánh giá hàm lượng và chất lượng carrageenan. Cây con có nguồn gốc in vitro có khả năng sinh trưởng tốt, sinh khối thu được gấp 5,25 lần và hàm lượng carrageenan cao hơn so với rong có nguồn gốc ngoài tự nhiên. 4.2. Kiến nghị Tiếp tục đánh giá sinh trưởng và tính ổn định di truyền của rong có nguồn gốc in vitro sau 3 – 5 thế hệ. Nghiên cứu sản xuất giống ở quy mô lớn hơn nhằm cung cấp giống cho sản xuất thương mại, góp phần nâng cao chất lượng cây giống. DANH MỤC CÔNG TRÌNH CỦA TÁC GIẢ Vũ Thị Mơ, Trần Văn Huynh, Lê Trọng Nghĩa, Hoàng Thanh Tùng, Nguyễn Ngọc Lâm, Dương Tấn Nhựt, Cảm ứng hình thành mô sẹo từ nhánh rong Bắp sú (Kappaphycus striatus) dưới các điều kiện nuôi cấy khác nhau, Tạp chí Công nghệ Sinh học, 2018, 16 (2), 301–309. Vu Thi Mo, Le Kim Cuong, Hoang Thanh Tung, Tran Van Huynh, Le Trong Nghia, Chau Minh Khanh, Nguyen Ngoc Lam, Duong Tan Nhut, Somatic embryogenesis and plantlets regeneration from seaweed Kappaphycus striatus, Acta Physiologiae Plantarum, 2020, 42, 104. Vũ Thị Mơ, Võ Thành Trung, Lê Trọng Nghĩa, Hoàng Thanh Tùng, Vũ Quốc Luận, Đỗ Mạnh Cường, Hoàng Đắc Khải, Nguyễn Thị Như Mai, Phan Minh Thụ, Nguyễn Ngọc Lâm, Dương Tấn Nhựt, Đặc điểm sinh trưởng, hàm lượng và chất lượng carrageenan của hai dòng rong Bắp sú (Kappaphycus striatus (F. Schmitz) Doty ex P. C. Silva, 1996) sinh trưởng ở vùng biển Khánh Hòa, Tạp chí Khoa học và Công nghệ Việt Nam, 2021, Chấp nhận đăng. TÀI LIỆU THAM KHẢO 118 1. M.S. Doty, Podromus ad systematica Eucheumatoideorum: A tribe of commercial seaweeds related to Eucheuma (Solieriaceae, Gigartinales), In: I.A. Abbott and J.N. Norris (editors), Taxonomy of economic seaweeds with reference to some Pacific and Caribbean species, La Jolla. Calif. Sea Grant Coll. Prog., 1988, USA, 159–207. 2. L.M. Liao, Validation of names transferred to Kappaphycus Doty from Eucheuma J. Agardh (Rhodophyta: Solieriaceae), Philipp. J. Sci., 1996, 125 (2), 158–160. 3. A.Q. Hurtado, G. Bleicher-Lhonneur, A. Critchley, Kappaphycus “cotonii” farming (Revised edition), Cargill Texturizing Solutions, 2008, France, 1–26. 4. A.Q. Hurtado, R.F. Agbayani, E.A.J. Chavoso, Economics of cultivating Kappaphycus alvarezii using the fixed bottom line and hanging long line methods in Panagatan Cays, Caluya, Antique, Philippines, J. Appl. Phycol., 1996, 8 (2), 105–109. 5. A.M. Hatta, Kappaphycus striatus (PROSEA), https://uses.plantnet- project.org/en/Kappaphycus_striatus_(PROSEA), 2016. 6. G.C.J. Trono, Eucheuma and Kappaphycus: Taxonomy and cultivation, Bull. Mar. Sci. Fish. Kochi Univ., 1992, 12, 51–65. 7. D.A. Yunque, K.R. Tibubos, A.Q. Hurtado, A.T. Critchley, Optimization of culture conditions for tissue culture production of young plantlets of carrageenophyte Kappaphycus, J. Appl. Phycol., 2011, 23 (3), 433–438. 8. M. Ateweberhan, A. Rougier, C. Rakotomahazo, Influence of environmental factors and farming technique on growth and health of farmed Kappaphycus alvarezii (cottonii) in south-west Madagascar, J. Appl. Phycol., 2015, 27 (2), 923–934. 9. K.S. Kumar, K. Ganesan, P.V.S. Rao, M.C. Thakur, Seasonal studies on field cultivation of Kappaphycus alvarezii (Doty) Doty on Northwest coast of India, J. Appl. Phycol., 2015, 28 (2), 1193–1205. 10. P.G. Araújo, A.L.N.L. Ribeiro, N.S. Yokoya, M.T. Fujii, Temperature and salinity responses of drifting specimens of Kappaphycus alvarezii (Gigartinales, Rhodophyta) farmed on the Brazilian tropical coast, J. Appl. Phycol., 2014, 26 (5), 1979–1788. 119 11. N. Setyawidati, P.O. Liabot, T. Perrot, N. Radiarta, E. Deslandes, N. Bourgougnon, N. Rossi V. Stiger-Pouvreau, In situ variability of carrageenan content and biomass in the cultivated red macroalga Kappaphycus alvarezii with an estimation of its carrageenan stock at the scale of the Malasoro Bay (Indonesia) using satellite image processing, J. Appl. Phycol., 2017, 29 (5), 2307–2321. 12. C. Periyasamy, P. Anantharaman, P.V.S. Rao, Experimental farming of Kappaphycus alvarezii (Doty) Doty with income estimates at different sites in the Mandapam region, Palk bay, southeast coast of India, J. Appl. Phycol., 2015, 27 (2), 935–944. 13. Budiyanto, M. Kasim, S.Y. Abadi, Growth and carrageenan content of local and tissue culture seed of Kappaphycus alvarezii cultivated in floating cage, AACL Bioflux, 2019, 12 (1), 167–178. 14. Huỳnh Quang Năng, Nguyễn Hữu Dinh, Kết quả nghiên cứu di trồng rong sụn – Kappaphycus alvarezii (Doty) Doty vào vùng biển Việt Nam, Trong: Tuyển tập Báo cáo khoa học, Hội nghị Khoa học Công nghệ Biển toàn quốc lần thứ IV, Tập II, 1999, Nha Trang, 942–947. 15. C. Periyasamy, P. Anantharaman, T. Balasubramanian, P.V.S. Rao, Seasonal variation in growth and carrageenan yield in cultivated Kappaphycus alvarezii (Doty) Doty on the coastal waters of Ramanathapuram district, Tamil Nadu, J. Appl. Phycol., 2014, 26 (2), 803–810. 16. E.J. Paula, R.T.L. Pereira, Factors affecting growth rates of Kappaphycus alvarezii (Doty) Doty ex P. Silva (Rhodophyta, Solieriaceae) in subtropical waters of São Paulo State, Brazil, Proceedings of the 17th International Seaweed Symposium Oxford University Press, Oxford, 2003. 17. R.P. V Subba, K.K. Suresh, K. Ganesan, C.T. Mukund, Feasibility of cultivation of Kappaphycus alvarezii (Doty) Doty at different localities on the northwest coast of India, Aquaculture, 2008, 39 (10), 1107–1114. 18. R. Rama, L.O.M. Aslan, W. Iba, A.R. Nurdin, A. Armin, Y. Yusnaeni, Seaweed cultivation of micropropagated seaweed (Kappaphycus alvarezii) in Bungin Permai coastal waters, Tinanggea sub-district, South Konawe Regency, South East Sulawesi, IOP Conf. Ser. Earth Environ. Sci., 2018, 175 (1), 1–8. 120 19. F.E. Msuya, M. Porter, Impact of environmental changes on farmed seaweed and farmers: the case of Songo Songo Island, Tanzania, J. Appl. Phycol., 2014, 26 (5), 2135–2141. 20. E.P. Glenn, M.S. Doty, Growth of the seaweed Kappaphycus alvarezii, K. striatus and Eucheuma denticulatum as affected by environment in Hawaii, Aquaculture, 1990, 84 (3–4), 245–255. 21. O.P. Mairh, U.S. Htun, M. Ohno, Culture of Eucheuma striatus (Rhodophyta, Soliericeae) in subtropical water of Shikoku, Japan, Bot. Mar., 1986, 29 (2), 185–191. 22. A.Q. Hurtado, P.E. Lim, J. Tan, S.M. Phang, I.C. Neish, A.T. Critchley, Biodiversity and biogeography of commercial tropical carrageenophytes in the Southeast Asian region, In: L. Nova (editor), Carrageenans: Sources and extraction methods, molecular structure, bioactive properties and health effects, Science Publishers, New York, 2016, USA, 67–90. 23. T. Pang, L. Zhang, J. Liu, H. Li, J. Li, Differences in photosynthetic behaviour of Kappaphycus alvarezii and Kappaphycus striatus during dehydration and rehydration, Mar. Biol. Res., 2015, 11 (7), 765–772. 24. M.L.S. Orbita, J. a Arnaiz, Seasonal changes in growth rate and carrageenan yield of Kappaphycus alvarezii and Kappaphycus striatum (Rhodophyta, Gigartinales) cultivated in Kolambugan, Lanao del Norte, AAB Bioflux, 2014, 6 (2), 134–144. 25. F. Bast, An illustrated review on cultivation and life history of agronomically important seaplants, In: V.H. Pomin (editor), Seaweed: Mineral composition, nutritional and antioxidant Benefits and Agricultural Uses, Nova Publishers, 2012, New York, 39–70. 26. P. Rajasulochana, P. Krishnamoorthy, R. Dhamotharan, Amino acids, fatty acids and minerals in Kappaphycus sps., J. Agric. Biol. Sci., 2010, 5 (5), 1–12. 27. F.D. Ariffin, A. Abdullah, S.H.Z. Ariffin, C.K. Meng, Macronutrients content of red seaweed Kappaphycus alvarezii and Kappaphycus striatum, Malaysian J. Heal. Sci., 2017, 15 (2), 19–27. 28. R. Adharini, E. Suyono, S. Suadi, A. Jayanti, A. Setyawan, A comparison of nutritional values of Kappaphycus alvarezii, Kappaphycus striatum, and 121 Kappaphycus spinosum from the farming sites in Gorontalo Province, Sulawesi, Indonesia, J. Appl. Phycol., 2018, 31 (1), 725–730. 29. L. Hayashi, R.P. Reis, Cultivation of the red algae Kappaphycus alvarezii in Brazil and its pharmacological potential, Brazilian J. Pharmacogn., 2012, 22 (4), 748–752. 30. L.D. Hung, L.T. Hoa, L.N. Hau, D.T. Trung, The lectin accumulation, growth rate, carrageenan yield, and quality from the red alga Kappaphycus striatus cultivated at Cam Ranh Bay, Vietnam, J. Appl. Phycol., 2019, 31 (3), 1991– 1998. 31. L.D. Hung, P.T.H. Trinh, Structure and anticancer activity of a new lectin from the cultivated red alga, Kappaphycus striatus, J. Nat. Med., 2020, 1–9. 32. H. Yuan, J. Song, X. Li, N. Li, S. Liu, Enhanced immunostimulatory and antitumor activity of different derivatives of K-carrageenan oligosaccharides from Kappaphycus striatum, J. Appl. Phycol., 2011, 23 (1), 59–65. 33. S.S. Rathore, D.R. Chaudhary, G.N. Boricha, J.S. Patolia, Effect of seaweed extract on the growth, yield and nutrient uptake of soybean (Glycine max) under rainfed conditions, South African J. Bot., 2009, 75 (2), 351–355. 34. P. Rajasulochana, P.R. Krishnamoorthy, R. Dhamotharan, Potential application of Kappaphycus alvarezii in agricultural and pharmaceutical, Ind. J. Chem. Pharma. Res., 2012, 4 (1), 33–37. 35. M.T. Shah, S.T. Zodape, D.R. Chaudhary, K. Eswaran, J. Chikara, Seaweed sap as an alternative liquid fertilizer for yield and quality improvement of wheat, J. Plant. Nutr., 2013, 36 (2), 192–200. 36. B. Pramanick, K. Brahmachari, A. Ghosh, Effect of seaweed saps on growth and yield improvement of green gram, African J. Agri. Res., 2013, 8 (13), 1180–1186. 37. M.D. Meinita, Y.K. Hong, G.T. Jeong, Detoxification of acidic catalyzed hydrolysate of Kappaphycus alvarezii (cottonii), Bioprocess Biosyst. Eng., 2012, 35 (1–2), 93–98. 38. Y. Khambhaty, K. Mody, M. Gandhi, S. Thampy, P. Maiti, H. Brahmbhatt, K. Eswaran, P.K. Ghosh, Kappaphycus alvarezii as a source of bioethanol, Bioresour. Technol., 2012, 103 (1), 180–185. 122 39. P.I. Hargreaves, C.A. Barcelos, A. da Costa, N.J. Pereira, Production of ethanol 3G from Kappaphycus alvarezii: Evaluation of different process strategies, Bioresour. Technol., 2013, 134, 257–263. 40. S. Mabeau, J. Fleurence, Seaweed in food products: Biochemical and nutritional aspects, Trends Food Sci. Technol., 1993, 4 (4), 103–107. 41. M. Ohno, D.B. Largo, T. Ikumoto, Growth rate, carrageenan yield and gel properties of cultured K-carrageenan producing red alga Kappaphycus alvarezzi (Doty) Doty in the subtropical waters of Shikoku, Japan, J. Appl. Phycol., 1994, 6 (1), 1–5. 42. H. Bixler, H. Porse, A decade of change in the seaweed hydrocolloids industry, J. Appl. Phycol., 2011, 23 (11), 321–335. 43. C.R.K. Reddy, B. Jha, V. Gupta, Developments in biotechnology of red algae, In: J. Seckbach and D.J. Chapman (editors), Red algae in the genomic age, cellular origin, life in extreme habitats and astrobiology, Springer S., 2010, 13, 305–339. 44. M. Polne-Fuller, The past, present and future of tissue culture and biotechnology of seaweeds, In: T. Stadler, J. Mollion, M.C. Verdus, Y. Karamanos, Morvan, D. Christiaen (editors), Algae biotechnology, Elsevier, 1988, London, 111–118. 45. L. Fries, Axenic tissue cultures from the sporophytes of Laminaria digitata and Laminaria hyperborea (Phaeophyta), J. Phycol., 1980, 16 (3), 475–477. 46. C.R.K. Reddy, N.S. Yokoy, W.T.L. Yong, M.L.J. Luhan, A.Q. Hurtado, Micropropagation of Kappaphycus and Eucheuma: Trends and prospects, In: A.Q. Hurtado (editor), Tropical seaweed farming trends, problems and opportunities, developments in applied phycology, Springer Intl. Pub., 2017, London, 91–110. 47. Dương Tấn Nhựt, Công nghệ sinh học thực vật, tập 1. Nhà xuất bản TP. Hồ Chí Minh, 2007, Hồ Chí Minh, 1–129. 48. C.R.K. Reddy, G. Raja Krishna Kumar, A.K. Siddhanta, A. Tewari, K. Eswaran, In vitro somatic embryogenesis and regeneration of somatic embryos from pigmented callus of Kappaphycus alvarezii (Doty) Doty (Rhodophyta, Gigartinales), J. Phycol., 2003, 39 (1), 610–616. 49. E. Sulistiani, D.T. Soelistyowati, Alimuddin, S.A. Yani, Callus induction and 123 filaments regeneration from callus of cottonii seaweed Kappaphycus alvarezii (Doty) collected from natuna islands, riau islands province, Biotropia (Bogor), 2012, 19 (2), 103–114. 50. L. Hayashi, N.S. Yokoya, D.M. Kikuchi, E.C. Oliveira, Callus induction and micropropagation improved by colchicine and phytoregulators in Kappaphycus alvarezii (Rhodophyta, Solieriaceae), J. Appl. Phycol., 2008, 20 (5), 653–659. 51. C.J. Dawes, E.W. Koch, Branch, micropropagule and tissue culture of the red algae Eucheuma denticulatum and Kappaphycus alvarezii farmed in the Philippines, J. Appl. Phycol., 1991, 3 (3), 247–257. 52. C.S. Zitta, T. Rover, L. Hayashi, Z.L. Bouzon, Callus ontogeny of the Kappaphycus alvarezii (Rhodophyta, Gigartinales) brown tetrasporophyte strain, J. Appl. Phycol., 2013, 25 (2), 615–629. 53. A.Q. Hurtado, D.P. Cheney, Propagule production of Eucheuma denticulatum (Burman) Collins et Harvey by tissue culture, Bot. Mar., 2003, 46 (4), 338– 341. 54. A.Q. Hurtado, A.B. Biter, Plantlet regeneration of Kappaphycus alvarezii var. adik-adik by tissue culture, J. Appl. Phycol., 2007, 19 (6), 783–786. 55. C.R.K. Reddy, V. Gupta, J. Bhavanath, Developments in biotechnology of red algae, In: S. Joseph, J.D. David (editors), Red algae in the genomic age, Springer Nature, 2010, 13, 307–341. 56. Garcia-Reina, R.R. Romero, A. Luque, Regeneration of thalliclones from Laurencia sp. (Rhodophyta), Plant Cell Biotechnol., 1988, 18, 81–86. 57. N.S. Yokoya, S.M.P.B. Guimarães, W. Handro, Development of callus like structures and plant regeneration in thallus segments of Grateloupia filiformis Kützing (Rhodophyta), Hydrobiologia, 1993, 260 (1), 407–413. 58. Dương Tấn Nhựt, Công nghệ sinh học thực vật, tập 1. Nhà xuất bản Nông Nghiệp, 2011, Hồ Chí Minh, 1–531. 59. B. Haccius, Question of unicellular origin of non-zygotic embryos in callus cultures, Phytomorphology, 1978, 28 (1), 74–81. 60. V. Rafael, N. Vásquez, A.M. Espinoza, A.M. Gatica, M.V. Melara, Histological of somatic embryogenesis in rice (Oryza sativa cv. 5272), Rev. 124 Biol. Trop, 2009, 57 (1), 141–150. 61. L.C. Chen, A.R.A. Taylor, Medullary tissue culture of the red alga Chorzdrus crispus, Can. J. Bot, 1978, 56 (7), 883–886. 62. S. Zhang, C. Liu, Y. Jin, S. Chi, X. Tang, F. Chen, X. Fang, T. Liu, Studies on the isolation and culture of protoplasts from Kappaphycus alvarezii, Acta Oceanol. Sin., 2014, 33 (10), 114–123. 63. W. Thau, L. Yong, S.H. Ting, E. Preparation, In vitro micropropagation of Eucheuma seaweeds, 2nd Int. Conf. Biotechnol. Food Sci., 2011, 7, 58–60. 64. L.M.E.G. Xue-wu, Tissue and cell culture of New Zealand Pterocladia and Porphyra species, Hydrobiologia, 1987, 151–152, 147–154. 65. N. Saga, T. Motomura, Y. Sakai, Induction of callus from the marine brown alge Dictyosiphon foeniculaceus, Plant Cell Physiol., 1982, 23 (4), 723–30. 66. B.P.M. Cheney, A.H. Luistro, Carrageenan analysis of tissue cultures and whole plants of Agardhiella subulata, Hydrobiologia, 1987, 151/152, 161–166. 67. C.J. Dawes, Irradiance acclimation of the cultured Philippine seaweeds, Kappaphycus alvarezii and Eucheuma denticulatum, Bot. Mar., 1992, 35 (3), 189–195. 68. P.M. Bradley, D.P. Cheney, N. Saga, One step antibiotic disk method for obtaining axenic cultures of multicellular marine algae, Plant Cell Tissue Organ Cult., 1988, 12 (1), 55–60. 69. A.B.G. Lansdown, Silver in health care: Antimicrobial effects and safety in use, Curr. Probl. Dermatol, 2006, 33, 17–34. 70. E. Navarro, A. Baun, R. Behra, N.B. Hartman, J. Filser, A.J. Miao, A. Quiagg, P.H. Santschi, L. Sigg, Environmental behavior and ecotoxicity of engineered nano particles to algae, plants, and fungi, Ecotoxicology, 2008, 17 (5), 372–386. 71. M. Nasser, Z.V. Sepideh, K. Sajjad, Plant in vitro culture goes nano: Nanosilver mediated decontamination of ex vitro explants, J. Nanomed Nanotechnol., 2013, 4 (2), 161–164. 72. Dương Tấn Nhựt, Dương Bảo Trinh, Đỗ Mạnh Cường, Hoàng Thanh Tùng, Nguyễn Phúc Huy, Vũ Thị Hiền, Vũ Quốc Luận, Lê Thị Thu Hiền, Nguyễn Hòa Châu, Khảo sát nano bạc làm chất khử trùng mẫu mới trong nhân giống vô tính cây African violet (Saintpaulia ionantha H. WendL.), Tạp chí Công 125 nghệ Sinh học, 2018, 16 (1), 87–97. 73. Trần Hiếu, Hoàng Thanh Tùng, Cao Đăng Nguyên, Dương Tấn Nhựt, Tạo nguồn mẫu in vitro cho giống chanh dây tím (Passiflora edulis Sims) và vàng (Passiflora edulis f. Flavicarpa), Tạp chí Khoa học Đại học Huế, Khoa học Tự nhiên, 2018, 127 (1C), 71–84. 74. Đỗ Mạnh Cường, Lê Thành Long, Hoàng Thanh Tùng, Vũ Quốc Luận, Vũ Thị Hiền, Nguyễn Thị Nhật Linh, Trương Thị Bích Phượng, Dương Tấn Nhựt, Vai trò của nano bạc trong khử trùng, cảm ứng mẫu cấy ban đầu và nâng cao tần suất hình thành tế bào đơn cây hoa salem (Limonium sinuatum (L.) Mill), Tạp chí Công nghệ Sinh học, 2018, 5 (28), 55–61. 75. Dương Tấn Nhựt, Đỗ Mạnh Cường, Hoàng Thanh Tùng, Hoàng Đắc Khải, Vũ Quốc Luận, Vũ Thị Hiền, Trương Thị Bích Phượng, Nâng cao tần suất phát sinh phôi vô tính cây sâm Ngọc Linh (Panax vietnamensis Ha et Grushv.) thông qua khử trùng mẫu cấy lá bằng nano bạc và bổ sung nano bạc trong môi trường nuôi cấy, Tạp chí Công nghệ Sinh học, 2020, 18 (3), 517–527. 76. R. H. Demling, L. DeSanti, The role of silver in wound healing. Part 1: Effects of silver on wound management, Wounds, 2001, 13, 4–15. 77. L. Provasoli, Media and prospects for the cultivation of marine algae, In: H. Watanabe, A. Hattori (editors), Culture and collection of algae, Japanese Soc. Plant Physiol., 1968, Tokyo, 63–75. 78. Suto, Skeletonema no tame no jinkou baiyoueki, Suisan Zoushoku, 1959, 7 (2), 17–19 (in Japanese). 79. T. Murashige, F. Skoog, A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures, Physiol. Plant, 1962, 15 (3), 473–497. 80. Y.M. Huang, S. Maliakal, D. Cheney, G.L. Rorrer, Comparison of development, photo synthesis and growth of filament clump and regenerated microplantlet cultures of Agardhiella subulata (Rhodophyta, Gigartinales), J. Phycol., 2002, 34 (5), 893–901. 81. I. Liao, H. Su, J. Lin, Larval foods for penaeid prawn, In: J.P. Mc Vey (editor), Handbook of mariculture: Crustacean aquaculture, CRCPress, Inc. Boca Raton, 1983, Florida, 29–60. 82. R.R. Robaina, The effects of the physical characteristics of the culture medium 126 of red seaweeds in tissue culture, Hydrobiology, 1990, 204/205, 137–142. 83. M.K.M. Ali, S.M. Yasir, A.T. Critchley, A.Q. Hurtado, Impacts of Ascophyllum marine plant extract powder (AMPEP) on the growth, incidence of the endophyte Neosiphonia apiculata and associated carrageenan quality of three commercial cultivars of Kappaphycus in Sabah, Malaysia, J. Appl. Phycol., 2018, 30 (2), 1185–1195. 84. M. K.M. Ali, M.Z.B. Sani, K.K. Hi, S.M. Yasir, A.T. Critchley, A.Q. Hurtado, The comparative efficiency of a brown algal-derived biostimulant extract (AMPEP), with and without supplemented PGRs: The induction of direct, axis shoots as applied to the propagation of vegetative seedlings for the successful mass cultivation of three commercial cultivars of Kappaphycus in Sabah, Malaysia, J. Appl. Phycol., 2018, 30 (3), 1913–1919. 85. N.S. Yokoya, J.A. West, A.E Luchi, Effects of plant growth regulators on callus formation, growth and regeneration in axenic tissue cultures of Gracilaria tenuistipitata and Gracilaria perplexa (Gracilariales, Rhodophyta), Phycol. Res., 2004, 4, 244–254. 86. H.Y. Yeong, S.M. Phang, C.R.K. Reddy, N. Khalid, Production of clonal planting materials from Gracilaria changii and Kappaphycus alvarezii through tissue culture and culture of G. changii explants in airlift photobioreactors, J. Appl. Phycol., 2014, 26 (2), 729–746. 87. R. R. Robaina, P. Garcia-Jimenez, A. Luque, The growth pattern and structure of callus from the red alga Laurencia sp. (Rhodophyta, Ceramiales) compared to shoot regeneration, Bot. Mar., 1992, 35 (4), 267–272. 88. M. Polne-Fuller, A. Gibor, Calluses and callus-like growth in seaweeds: Induction and culture, Hydrobiologia, 1987, 151/152, 131–138. 89. Z. Sung, R. Okimoto, Embryonic proteins in somatic embryos of carrot, Proc. Natl. Acad. Sci., 1981, 78 (6), 3683–3687. 90. J. Muñoz, A.C. Cahue-López, R. Patiño, D. Robledo, Use of plant growth regulators in micropropagation of Kappaphycus alvarezii (Doty) in airlift bioreactors, J. Appl. Phycol., 2006, 18 (2), 209–218. 91. W.T.L. Yong, S.H. Ting, Y.S. Yong, V.Y. Thien, S.H. Wong, W.L. Chin, K.F. Rodrgues, A. Anton, Optimization of culture conditions for the direct 127 regeneration of Kappaphycus alvarezii (Rhodophyta, Solieriaceae), J. Appl. Phycol., 2014, 26 (3), 1597–606. 92. K.R. Tibubos, A.Q. Hurtado, T.C. Alan, Direct formation of axes in new plantlets of Kappaphycus alvarezii (Doty) Doty, as influenced by the use of AMPEP K+, spindle inhibitors, and plant growth hormones, J. Appl. Phycol., 2017, 29 (5), 2345–2349. 93. T. Fujimura, A. Komamine, Mode of action of 2,4-D and zeatin on somatic embryogenesis in a carrot cell suspension culture, J. Plant physiol., 1980, 99 (1), 1–8. 94. G.S. Gerang, M. Ohno, Growth rates of Eucheuma denticulatum (Burman) Collins et Harvey and Kappaphycus striatum (Schmitz) Doty under different conditions in warm waters of Southern Japan, J. Appl. Phycol., 1997, 9 (5), 413–415. 95. M.S.P. Mtolera, Effect of seagrass cover and mineral content on Kappaphycus and Eucheuma productivity in Zanzibar, West. Indian Ocean J. Mar. Sci., 2003, 2 (2), 163–170. 96. M. Kasim, A. Mustafa, I. Male, M.W. Jalil, New methods on cultivation of Eucheuma denticulatum and Kappahycus alvarezii in Indonesia, J. Fish. Aquat. Sci., 2017, 12 (5), 207–217. 97. R.P. Reis, R.R. das Chagas Pereira, H.G. de Góes, The efficiency of tubular netting method of cultivation for Kappaphycus alvarezii (Rhodophyta, Gigartinales) on the southeastern Brazilian coast, J. Appl. Phycol., 2014, 27 (1), 421–426. 98. M. Kasim, A. Mustafa, T. Munier, The growth rate of seaweed (Eucheuma denticulatum) cultivated in longline and floating cage, AACL Bioflux, 2016, 9 (2), 291–299. 99. M. Kasim, I.J. Effendy, E. Ishak, Influence of initial weight of seeds in variation of growth and carrageenan content of Eucheuma spinosum, 2018, 11 (4), 1155–1163. 100. I.K. Martina, S.W. Lee, C.O. Ibrahim, A.S. Roselina, Comparison of Kappaphycus striatus (F. Schmitz) Doty Ex P.C. Silva (Rhodophyta, Soliariciaceae) performance in Grassy, sandy and rocky seabeds at Pulau 128 kerindingan, Semporna, Sabah, Int. J. Agric. For. Plant., 2016, 3 (6), 39–44. 101. M.R.J. Luhan, S.S. Avañcena, J.P. Mateo, Effect of short term immersion of Kappaphycus alvarezii (Doty) Doty in high nitrogen on the growth, nitrogen assimilation, carrageenan quality, and occurrence of “ice-ice” disease, J. Appl. Phycol., 2015, 27 (2), 917–922. 102. L. Hayashi, E.C. Oliveira, G. Bleicher-Lhonneur, P. Boulenguer, R.V. Seckendorff, V.T. Shimoda, A. Leflamand, A. Vallée, A.T. Critchley, The effects of selected cultivation conditions on the carrageenan characteristics of Kappaphycus alvarezii (Rhodophyta, Solieriaceae) in Ubatuba bay, São Paulo, Brazil, J. Appl. Phycol., 2007, 19 (5), 505–511. 103. L. Hayashi, G.S.M. Faria, B.G. Nunes, C.S. Zitta, L.A. Scariot, T. Rover, M.R.L. Felix, Z.L. Bouzon, Effects of salinity on the growth rate, carrageenan yield, and cellular structure of Kappaphycus alvarezii (Rhodophyta, Gigartinales) cultured in vitro, J. Appl. Phycol., 2011, 23 (3), 439–447. 104. H.G. de Góes, R.P. Reis, Temporal variation of the growth, carrageenan yield and quality of Kappaphycus alvarezii (Rhodophyta, Gigartinales) cultivated at Sepetiba bay, southeastern Brazilian coast, J. Appl. Phycol., 2012, 24 (2), 173– 180. 105. M.S. Bindu, Empowerment of coastal communities in cultivation and processing of Kappaphycus alvarezii a case study at Vizhinjam village, Kerala, India, J. Appl. Phycol., 2011, 23 (2), 157–163. 106. C. Periyasamy, P. Anantharaman, P.V.S. Rao, Experimental farming of Kappaphycus alvarezii (Doty) Doty with income estimates at different sites in the Mandapam region, Palk bay, southeast coast of India, J. Appl. Phycol., 2015, 27 (2), 935–944. 107. R.R. Loureiro, R.P. Reis, F.D. Berrogain, A.T. Critchley, Extract powder from the brown alga Ascophyllum nodosum (Linnaeus) Le Jolis (AMPEP): A “vaccine-like” effect on Kappaphycus alvarezii (Doty) Doty ex P.C. Silva, J. Appl. Phycol., 2012, 24 (3), 427–432. 108. R.R. Loureiro, R.P. Reis, F.D. Berrogain, A.T. Critchley, Effects of a commercial extract of the brown alga Ascophyllum nodosum on the biomass production of Kappaphycus alvarezii (Doty) Doty ex P. C. Silva and its 129 carrageenan yield and gel quality cultivated in Brazil, J. Appl. Phycol., 2014, 26 (2), 763–768. 109. R.G. Marroig, R.R. Loureiro, R.P. Reis, The effect of ascophyllum nodosum (Ochrophyta) extract powder on the epibiosis of Kappaphycus alvarezii (Rhodophyta) commercially cultivated on floating rafts, J. Appl. Phycol., 2016, 28 (4), 2471–2477. 110. I.A.G. Borlongan, K.R. Tibubos, D.A.T. Yunque, A.Q. Hurtado, A.T. Critchley, Impact of AMPEP on the growth and occurrence of epiphytic Neosiphonia infestation on two varieties of commercially cultivated Kappaphycus alvarezii grown at different depths in the Philippines, J. Appl. Phycol., 2011, 23 (3), 615–621. 111. W.T.L. Yong, J.Y.Y. Chin, V.Y. Thien, S. Yasir, Evaluation of growth rate and semi-refined carrageenan properties of tissue cultured Kappaphycus alvarezii (Rhodophyta, Gigartinales), Phycol. Res., 2014, 62 (4), 316–321. 112. Budiyanto, M. Kasim, S.Y. Abadi, Growth and carrageenan content of local and tissue culture seed of Kappaphycus alvarezii cultivated in floating cage, AACL Bioflux, 2019, 12 (1), 167–178. 113. H.Z. Wahidatul, S. Shapawi, Y. Rossita, Growth and biochemical composition of Kappaphycus (Rhodophyta) in customized tank culture system, J. Appl. Phycol., 2016, 28 (4), 2453–2458. 114. A. Hurtado, A. Critchley, A. Trespoey, G. Bleicher-Lhonneur, Growth and carrageenan quality of Kappaphycus striatum var. Sacol grown at different stocking densities, duration of culture and depth, J. Appl. Phycol., 2008, 20 (5), 551–555. 115. M. Ali, J.V.H. Wong, J. Sulaiman, J.L. Juli, S. Yasir, Improvement of growth and mass of Kappaphycus striatum var. Sacol by using plant density study at Selakan island in Semporna Malaysia, Int. Conf. Biol. Chem. Environ. Sci, 2014, Penang, 58–63. 116. R.J.F. Robles, Effects of different concentrations of ammonium phosphate on the yield and quality of carrageenan, Kappaphycus striatus (Schmitz) Doty ex Silva, J. Binet, 2020, 01, 1–9. 117. C.J. Dawes, A.O. Lluisma, G.C. Trono, Laboratory and field growth studies of 130 commercial strains of Eucheuma denticulatum and Kappaphycus alvarezii in the Philippines, J. Appl. Phycol., 1994, 6 (1), 21–24. 118. S. R.H. Mulyaningrum, H.S. Suwoyo, M. Paena, B.R. Tampangallo, Epiphyte identification on Kappaphycus alvarezii seaweed farming area in arungkeke waters, Jeneponto and the effect on carrageenan quality, ILMU Kelaut. Indones. J. Mar. Sci., 2019, 24 (3), 146–152. 119. A.Q. Hurtado, A.T. Critchley, A. Trespoey, G.B. Lhonneur, Occurrence of Polysiphonia epiphytes in Kappaphycus farms at Calaguas Is, Camarines Norte, Phillippines, J. Appl. Phycol., 2006, 18 (3–5), 301–306. 120. C.S. Vairappan, C.S. Chung, A.Q. Hurtado, F.E. Soya, G.B. Lhonneur, A. Critchley, Distribution and symptoms of epiphyte infection in major carrageenophyte producing farms, J. Appl. Phycol., 2008, 20 (5), 477–483. 121. F.E. Msuya, Seaweed farming as a potential cluster, In: Proc. innovation system and clusters programme in Tanzania (ISCP-Tz): Cluster initiative launching workshop, Dar es Salaam, 2006, Tanzania, 102–113. 122. G. Tsiresy, J.P. Eeckhaut, T. Lavitra, P. Dubois, G. LepointIgor, Phenology of farmed seaweed Kappaphycus alvarezii infestation by the parasitic epiphyte Polysiphonia sp. in Madagascar, J. Appl. Phycol., 2016, 28 (5), 2903–2914. 123. A. Azizi, N.M. Hanafi, M.N. Basiran, C.H. Teo, Evaluation of disease resistance and tolerance to elevated temperature stress of the selected tissue cultured Kappaphycus alvarezii Doty 1985 under optimized laboratory conditions, 3 Biotech, 2018, 8 (8), 321–330. 124. C.J. Dawes, G.C. Trono, A.O. Lluisma, Clonal propagation of Eucheuma denticulatum and Kappaphycus alvarezii for Philippine seaweed farms, Hydrobiologia, 1993, 260 (1), 379–383. 125. R.C. Salvador, A.E. Serrano, Isolation of protoplasts from tissue fragments of Philippine cultivars of Kappaphycus alvarezii (Solieriaceae, Rhodophyta), J. Appl. Phycol., 2005, 17 (1), 15–22. 126. F.A.S. Neves, C. Simioni, Z.L. Bouzon, L. Hayashi, Effects of spindle inhibitors and phytoregulators on the micropropagation of Kappaphycus alvarezii (Rhodophyta, Gigartinales), J. Appl. Phycol., 2015, 27 (1), 437–445. 127. Y.S. Yong, W.T.L. Yong, V.Y. Thien, S.E. Ng, A. Anton, S. Yassir, 131 Acclimatization of micropropagated Kappaphycus alvarezii (Doty) Doty ex Silva (Rhodophyta, Solieriaceae) in outdoor nursery system, J. Appl. Phycol., 2015, 27 (1), 413–419. 128. R.C. Salvador, A.E.J. Serrano, Germination and growth of somatic cells of Philippine strains of Kappaphycus alvarezii (Doty) Doty (Solieriaceae, Rhodophyta), ELBA Bioflux, 2014, 6 (11), 36–45. 129. K.R. Tibubos, A.Q. Hurtado, A.T. Critchley, Direct formation of axes in new plantlets of Kappaphycus alvarezii (Doty) Doty, as influenced by the use of AMPEP K+, spindle inhibitors, and plant growth hormones, J. Appl. Phycol., 2017. 130. M.K.M. Ali, A.T. Critchley, A.Q. Hurtado, Micropropagation and sea based nursery growth of selected commercial Kappaphycus species in Penang, Malaysia, J. Appl. Phycol., 2020, 32 (2), 1301–1309. 131. M.R.J. Luhan, J.P. Mateo, Clonal production of Kappaphycus alvarezii (Doty) Doty in vitro, J. Appl. Phycol., 2017, 29 (5), 2339–2344. 132. A.Q. Hurtado, D.A. Yunque, K. Tibubos, A.T. Critchley, Use of acadian marine plant extract powder from Ascophyllum nodosum in tissue culture of Kappaphycus varieties, J. Appl. Phycol., 2009, 21 (6), 633–639. 133. D. Sahoo, M. Ohno, M. Hiraoka, Laboratory, field and deep seawater culture of Eucheuma serra a high lectin yielding red alga, Algae, 2002, 17 (2), 127– 133. 134. M.R.J. Luhan, H. Sollesta, Growing the reproductive cells (carpospores) of the seaweed, Kappaphycus striatum, in the laboratory until outplanting in the field and maturation to tetrasporophyte, J. Appl. Phycol., 2010, 22 (5), 579–585. 135. Trần Mai Đức, Huỳnh Quang Năng, Trần Kha, Trần Quang Thái, Kết quả nghiên cứu di trồng loài Kappaphycus striatum (Schimitz) Doty vào vùng biển Việt Nam, Báo cáo hội nghị khoa học biển Đông 2007, 2007, Nha Trang, 1–9. 136. L.D. Hung, K. Hori, H.Q. Nang, T. Kha, L.T. Hoa, Seasonal changes in growth rate, carrageenan yield and lectin content in the red alga Kappaphycus alvarezii cultivated in Camranh bay, Vietnam, J. Appl. Phycol., 2009, 21 (3), 265–272. 137. Lê Như Hậu, Võ Duy Triết, Nguyễn Bách Khoa, Lâm Thu Ngân, Tiềm năng 132 rong biển làm nguyên liệu sản xuất ethanol nhiên liệu tại Việt Nam, Báo cáo tổng kết đề tài, Viện Nghiên cứu và Ứng dụng công nghệ Nha Trang, 2010. 138. Đặng Diễm Hồng, Nghiên cứu sinh học và kỹ thuật nuôi trồng một số loài tảo biển ở quần đảo Trường Sa, Báo cáo tổng kết đề tài, Viện Công nghệ Sinh học – Trung tâm Khoa học Tự nhiên và Công nghệ Quốc gia, 2002. 139. Huỳnh Hoàng Như Khánh, Nghiên cứu thử nghiệm các phương pháp nhân giống rong sụn (K. alvarezii) (Doty) Doty bằng kĩ thuật Công nghệ sinh học, Báo cáo tổng kết đề tài nhánh, Viện Nghiên cứu và Ứng dụng công nghệ Nha Trang, 2006. 140. K.T. An, V.H. Cam, Callus induction of Kappaphycus alvarezii collected from Khanh Hoa province by tissue culture, J. Fish. Sci. Technol., 2015, special, 44– 49. 141. Phạm Thị Mát, Đào Duy Thu, Nguyễn Văn Nguyên, Nghiên cứu nhân giống rong sụn (Kappaphycus alvarezii) bằng phương pháp nuôi cấy mô, Nông nghiệp và Phát triển nông thôn, 2019, 12, 124–131. 142. Phạm Thị Mát, Đào Duy Thu, Nguyễn Thị Duyệt, Nguyễn Văn Nguyên, Nghiên cứu tái sinh tản rong sụn Kappaphycus alvarezii, Doty từ mô sẹo bằng phương pháp tạo phôi, Nông nghiệp và Phát triển nông thôn, 2016, 11 (Đặc biệt), 205–211. 143. Nguyễn Thị Duyệt, Phạm Thị Mát, Đào Duy Thu, Nguyễn Văn Nguyên, Nghiên cứu xác định tác nhân và biện pháp xử lý nhiễm trong nuôi cấy mô rong sụn Kappaphycus alvarezii, Doty, Nông nghiệp và Phát triển nông thôn, 2016, 11, 199–211. 144. A.Q. Hurtado, A.T. Critchley, A. Trespoey, G. Bleicher-Lhonneur, Growth and carrageenan quality of Kappaphycus striatum var. Sacol grown at different stocking densities, duration of culture and depth, J. Appl. Phycol., 2008, 20 (5), 551–555. 145. https://giovanni.gsfc.nasa.gov/ 146. C.E.P. Penniman, A.C. Mathieson, Reproductive phenology and growth of Gracilaria tikvahiae McLachlan (Gigartinales, Rhodophyta) in the Great bay Estuary, New Hampshire, Bot. Mar, 1986, 29 (2), 147–154. 147. S. Istinii, M. Ohno, H. Kusunose, Methods of analysis for agar, carrageenan 133 and alginate in seaweed, Bull. Mar. Sci. Fish. Ko, 1994, 14, 49–55. 148. N. Stanley, Production, properties and uses of carrageenan, In: P. Leonel (editor), Production and utilization of products from commercial seaweeds, FAO Fish. Tech., 1987, Canada, 116–146. 149. E.P. Glenn, M.S. Doty, Growth of the seaweed Kappaphycus alvarezii, K. striatus and Eucheuma denticulatum as affected by environment in Hawaii, Aquaculture, 1990, 84 (3–4), 245–255. 150. D.D. Hong, H.M. Hien, N.T.H. Thu, D.T.T. Hang, H.Q. Nang, Establish cultivation by mixing crops of different strains of Eucheuma and Kappaphycus species, J. Mar. Biosci. Biotechnol., 2010, 4 (1), 24–30. 151. Trần Kha, Võ Duy Triết, Huỳnh Quang Năng, Lê Như Hậu, Thử nghiệm nuôi trồng hai loài rong Eucheuma denticulatum (Burman) Collins et Harvey và Kappaphycus striatum, (Schmitz) Doty ở vùng biển tỉnh Khánh Hòa, Việt Nam, Tuyển tập Báo cáo Hội nghị Quốc gia “Biển Đông-2007,” 2007, Nha Trang, 343–352. 152. S.C. Agardh, S. Nor, S. Muhamad, A. Pick, K. Ling, C. Wong, Effect of plant growth regulators on direct regeneration and callus induction from Sargassum polycystum C. Agardh, J. Appl. Phycol., 2019, 30 (6), 3299–3310. 153. G.R. Kumar, C.R.K. Reddy, S. Thiruppathi, S. Dipakkore, K. Eswaran, P.V.S. Rao, B. Jha, Tissue culture and regeneration of thallus from callus of Gelidiella acerosa (Gelidiaies, Rhodophyta), Phycologia, 2004, 43, 596–602. 154. M. Aguirre‐Lipperheide, F.J. Estrada‐Rodríyuez, L. V. Evans, Facts, problems, and needs in seaweed tissue culture: An appraisal, J. Phycol., 1995, 31 (5), 677–688. 155. P. Baweja, D. Sahoo, P. García-Jiménez, R.R. Robaina, Review: Seaweed tissue culture as applied to biotechnology: Problems, achievements and prospects, Phycol. Res., 2009, 57 (1), 45–58. 156. W. Huang, Y. Fujita, Callus induction and thallus regeneration of the red alga Meristotheca papulosa (Rhodophyta, Gigartinales), Bot. Mar., 1997, 40 (1), 55–61. 157. Vũ Thị Mơ, C.R.K. Reddy, Khảo sát quy trình khử trùng mẫu, ảnh hưởng của cường độ ánh sáng, nồng độ môi trường agar lên sự hình thành mô sẹo rong 134 Kappaphycus alvarezii (Doty) Doty (Rhodophyta) trong điều kiện in vitro, 2016, 14 (3), 515–522. 158. F. Davidson, The effect of auxins on the growth of marine algae, J. Bot., 1950, 37, 501–510. 159. P.M. Bradley, D.P. Cheney, Some effects of plant growth regulators on tissue cultures of the marine red alga Agardhiella subulata (Gigartinales, Rhodophyta), Hydrobiologia, 1990, 204–205 (1), 353–360. 160. C.J. Dawes, E.W. Koch, Branch, micropropagule and tissue culture of the red algae Eucheuma denticulatum and Kappaphycus alvarezii farmed in the Philippines, J. Appl. Phycol., 1991, 3 (3), 247–257. 161. F. Kaczyna, R. Megnet, The effects of glycerol and plant growth regulators on Gracilaria verrucosa (Gigartinales, Rhodophyceae), Hydrobiologia, 1993, 268, 57–64. 162. G. Collantes, C. Melo, A. Candia, Micropropagation by explants of Gracilaria chilensis Bird, McLachlan and Oliveira, J. Appl. Phycol., 2004, 16 (3), 203– 213. 163. G.R. Kumar, C.R.K. Reddy, B. Jha, Callus induction and thallus regeneration from callus of phycocolloid yielding seaweeds from the Indian coast, J. Appl. Phycol., 2007, 19 (1), 15–25. 164. E.F. George, Plant propagation by tissue culture, Exegetics Ltd, 1993, England, 1–573. 165. N.S. Yokoya, W. Handro, Effects of plant growth regulators and culture medium on morphogenesis of Solieria filiformis (Rhodophyta) cultured in vitro, J. Appl. Phycol., 2002, 14, 97–102. 166. Y.S. Yong, W.T.L. Yong, S.E. Ng, A. Anton, S. Yassir, Chemical composition of farmed and micropropagated Kappaphycus alvarezii (Rhodophyta, Gigartinales), a commercially important seaweed in Malaysia, J. Appl. Phycol., 2015, 27 (3), 1271–1275. 167. P. Baweja, D. Sahoo, Regeneration studies in Grateloupia filicina (J.V. Lamouroux) C. Agardh an important carrageenophyte and edible seaweed, Algae, 2009, 24 (3), 163–168. 168. I.S. Pinto, E. Murano, S. Coelho, A. Felga, R. Pereira, The effect of light on 135 growth and agar content of Gelidium pulchellum (Gelidiaceae, Rhodophyta) in culture, Hydrobiologia, 1999, 398/399, 329–338. 169. Y. Huang, G.L. Rorrer, Cultivation of microplantlets derived from the marine red alga Agardhiella subulata in a stirred tank photobioreactor, Biotech. Prog., 2003, 19 (2), 418–427. 170. E.J.D. Paula, C. Erbert, R.T.L. Pereira, Growth rate of the carrageenophyte Kappaphycus alvarezii (Rhodophyta, Gigartinales) in vitro, Phycol. Res., 2001, 49 (3), 155–161. 171. W. Wang, C.Q. Lan, M. Horsman, Closed photobioreactors for production of microalgal biomasses, Biotech. Adv., 2012, 30 (4), 904–912. 172. R.V. Raikar, M. Iima, Y. Fujita, Effect of temperature, salinity and light intensity on the growth of Gracilaria spp. (Gracilariales, Rhodophyta) from Japan, Malaysia and India, Indian J. Mar. Sci., 2001, 30 (2), 98–104. 173. D.B. Largo, K. Fukami, T. Nishijima, Occasional pathogenic bacteria promoting ice-ice disease in the carrageenan producing red algae Kappaphycus alvarezii and Eucheuma denticulatum (Solieriaceae, Gigartinales, Rhodophyta), J. Appl. Phycol., 1995, 7 (6), 545–554. 174. N.S. Yokoya, E.C. de Oliveira, Effects of salinity on the growth rate, morphology and water content of some Brazilian red algae of economic importance, Cienc. Mar., 1992, 18 (2), 49–64. 175. M. Kumar, P. Kumari, V. Gupta, C.R.K. Reddy, B. Jha, Biochemical responses of red alga Gracilaria corticata (Gracilariales, Rhodophyta) to salinity induced oxidative stress, J. Exp. Mar. Bio. Ecol., 2010, 391 (1), 27–34. 1 PHỤ LỤC