Luận án Nghiên cứu thành phần hóa học của cây một lá (Nervilia Aragoana) họ lan trân châu - Orchidaceae

với nhau. Các tín hiệu của một hệ proton tương tác tại δH 8,10 (2H; dd; 9,0; 81 2,0; H-2' và H-6') và 6,93 (2H; dd; 9,0; 1,5; H-3' và H-5') với cường độ gấp đôi các tín hiệu proton khác, như vậy vòng B có tính đối xứng. Bảng 3.23. Dữ liệu phổ NMR của hợp chất NA.19 Vị trí Hợp chất NA.19 (CD3OD) Kaempferol (CD3OD) [107] δH (J, Hz) δC DEPT δH (J, Hz) δC 2 148,1 C 146,9 3 137,1 C 136,5 4 177,4 C 176,5 5 158,3 C 157,5 6 6,20 (1H; d; 2,0) 99,3 CH 6,15 (1H, s) 98,9 7 165,6 C 165,0 8 6,41 (1H; d; 2,0) 94,5 CH 6,35 (1H, s) 94,3 9 160,6 C 160,1 10 104,6 C 103,9 1' 123,7 C 123,1 2' 8,10 (1H; dd; 9,0; 2,0) 130,7 CH 8,05 (1H; d; 8,5) 130,3 3' 6,93 (1H; dd; 9,0; 1,5) 116,3 CH 6,88 (1H; d; 8,5) 116,1 4' 162,5 C 161,9 5' 6,93 (1H; dd; 9,0; 1,5) 116,3 CH 6,88 (1H; d; 8,5) 116,1 6' 8,10 (1H; dd; 9,0; 2,0) 130,7 CH 8,05 (1H; d; 8,5) 130,3 Phổ 13C-NMR (125 MHz, CD3OD, δC ppm) (Phụ lục 19.2) của hợp chất NA.19 xuất hiện các tín hiệu của 13 carbon. Như vậy, cấu trúc của hợp chất này có một vòng đối xứng. Dựa vào phổ DEPT (Phụ lục 19.3) có thể xác định chúng gồm có 6 carbon methine ở δC 94,5 (C-8), 99,3 (C-6), 116,3 (C-3', C-5') và 130,7 (C-2', C-6') và 9 carbon tứ cấp ở δC 148,1 (C-2), 137,1 (C-3), 177,4 (C-4), 158,3 (C-5), 165,6 (C-7), 160,6 (C-9), 104,6 (C-10), 123,7 (C-1') và 162,5 (C-4'). Trong đó, nhóm carbonyl tại δC 177,4 chứng tỏ sự tồn tại nối đôi tại C-2 và C-3. Từ các dữ liệu phổ nêu trên và so sánh với tài liệu [107] (Bảng 3.23), có thể khẳng định hợp chất NA.19 là 3,5,7,4'-tetrahydroxyflavone (kaempferol) (Hình 3.24). Hợp chất này lần đầu tiên được phát hiện ở chi Nervilia. 82 3.1.4.10. Hợp chất NA.20 (astragalin) Hình 3.25. Cấu trúc hóa học và tương quan HMBC của hợp chất NA.20 Hợp chất NA.20 được phân lập từ cao NA.E (Sơ đồ 2.3), dạng bột, màu vàng. Phổ 1H-NMR (Phụ lục 20.1), phổ 13C-NMR (Phụ lục 20.2), phổ DEPT (Phụ lục 20.3) và phổ HSQC (Phụ lục 20.4) của hợp chất NA.20 cho tín hiệu tương tự với phổ của hợp chất NA.19. Ngoài ra, còn xuất hiện tín hiệu của 1 carbon anomer ở δC 100,9 và còn có 4 tín hiệu carbon oxy methine và 1 tín hiệu carbon oxy methylene tương ứng với 1 phân tử đường trong cấu trúc hợp chất NA.20. Như vậy, hợp chất NA.20 là 1 flavonol glycoside với 1 đơn vị đường là β-glucopyranose. Phổ HMBC (Phụ lục 20.5) cho thấy proton anomer δH 5,45 (1H; d; 7,5; H-1'') tương tác với carbon tứ cấp vòng thơm nối oxy δC 133,2 (C-3) giúp xác định đơn vị đường là β- glucopyranose gắn vào khung aglycon ở vị trí C-3. Bảng 3.24. Dữ liệu phổ NMR của hợp chất NA.20 Vị trí Hợp chất NA.20 (acetone-d6) Astragalin (CD3OD) [108] δH (J, Hz) δC DEPT HMBC (1H→13C) δH (J, Hz) δC 2 156,2 C 162,8 3 133,2 C 135,7 4 177,4 C 179,5 5 161,2 C 161,5 6 6,20 (1H; d; 2,0) 98,7 CH 5, 7, 8, 10 6,22 (1H, s) 99,7 7 164,0 C 165,9 8 6,42 (1H; d; 2,0) 93,6 CH 6, 7, 10 6,41 (1H, s) 94,9 9 156,4 C 159,2 10 103,9 C 105,7 83 5-OH 12,60 (1H, brs) 5, 6, 7, 10 1' 120,9 C 122,6 2' 8,04 (1H; d; 9,0) 130,8 CH 9, 4', 6' 6,91 (1H; d; 8,5) 132,3 3' 6,88 (1H; d; 9,0) 115,1 CH 1', 4', 5' 8,07 (1H; d; 8,5) 116,1 4' 159,9 C 158,5 5' 6,88 (1H; d; 9,0) 115,1 CH 1', 3', 4' 8,07 (1H; d; 8,5) 116,1 6' 8,04 (1H; d; 9,0) 130,8 CH 2, 2', 4' 6,91 (1H; d; 8,5) 132,3 3-O-Glc- 1'' 5,45 (1H; d; 7,5) 100,9 CH 3, 3'', 5'' 5,26 (1H; d; 7,2) 103,9 2'' 3,20-3,40 (1H, m) 74,2 CH 1'' 3,46 (1H; dd; 10,4; 3,6) 75,7 3'' 3,20-3,40 (1H, m) 76,4 CH 4'', 5'' 3,37 (1H, m) 77,9 4'' 3,20-3,40 (1H, m) 69,9 CH 3'', 5'' 3,24 (1H, m) 71,3 5'' 3,20-3,40 (1H, m) 77,4 CH 4'' 3,56 (1H, m) 78,4 6'' 3,57 (1H; dd; 11,5; 5,5) 3,19 (1H; dd; 11,5; 5,5) 60,8 CH2 2'', 4'' 3,70 (2H; d; 11,5) 62,6 Từ các dữ liệu phổ nêu trên và so sánh với tài liệu [108] (Bảng 3.24), có thể khẳng định hợp chất NA.20 là kaempferol-3-O-β-D-glucopyranoside (astragalin) (Hình 3.25). Hợp chất này lần đầu tiên được tìm thấy ở chi Nervilia. 3.1.4.11. Hợp chất NA.21 (kaempferol-3-O-β-D-xylopyranoside) Hình 3.26. Cấu trúc hóa học và tương quan HMBC của hợp chất NA.21 Hợp chất NA.21 được phân lập từ cao NA.E (Sơ đồ 2.3), dạng bột, màu vàng. 84 Phổ 1H-NMR (Phụ lục 21.1), phổ 13C-NMR (Phụ lục 21.2) và phổ HSQC (Phụ lục 21.3) của hợp chất NA.21 cho tín hiệu tương tự với phổ của hợp chất NA.19. Ngoài ra, còn xuất hiện tín hiệu của 1 carbon anomer ở δC 101,6 và còn có 3 tín hiệu carbon oxy methine và 1 tín hiệu carbon oxy methylene tương ứng với 1 phân tử đường trong cấu trúc hợp chất NA.21. Như vậy, hợp chất NA.21 là 1 flavonol glycoside với 1 đơn vị đường là β- xylopyranose. Phổ HMBC (Phụ lục 21.4) cho thấy proton anomer δH 5,34 (1H; d; 7,0; H-1'') tương tác với carbon tứ cấp vòng thơm nối oxy δC 133,0 (C-3) giúp xác định đơn vị đường là β- xylopyranose gắn vào khung aglycon ở vị trí C-3. Từ các dữ liệu phổ nêu trên và so sánh với tài liệu [109] (Bảng 3.25), có thể khẳng định hợp chất NA.21 là kaempferol-3-O-β-D-xylopyranoside (Hình 3.26). Hợp chất này lần đầu tiên được phân lập ở chi Nervilia. Bảng 3.25. Dữ liệu phổ NMR của hợp chất NA.21 Vị trí Hợp chất NA.21 (DMSO-d6) Kaempferol-3-O-β-D- xylopyranoside (DMSO-d6) [109] δH (J, Hz) δC DEPT HMBC (1H→13C) δH (J, Hz) δC 2 156,1 C 158,4 3 133,1 C 135,3 4 177,3 C 179,4 5 161,2 C 163,0 6 6,20 (1H; d; 2,0) 98,7 CH 5, 7, 8, 10 6,18 (1H, brs) 99,9 7 164,2 C 166,0 8 6,43 (1H; d; 2,5) 93,6 CH 6, 7, 9, 10 6,37 (1H, brs) 94,8 9 156,3 C 158,9 10 103,9 C 105,6 5-OH 12,5 (1H, s) 1' 120,6 C 122,6 2' 8,03 (1H; d; 9,0) 130,7 CH 2, 3', 4', 5', 6' 8,01 (1H; d; 8,4) 132,2 3' 6,90 (1H; d; 8,5) 115,2 CH 1', 4', 5' 6,86 (1H; d; 8,4) 116,1 4' 160,1 C 161,6 5' 6,90 (1H; d; 8,5) 115,2 CH 1', 3', 4' 6,86 (1H; d; 8,4) 116,1 85 6' 8,03 (1H; d; 9,0) 130,7 CH 2, 2', 3', 4', 5' 8,01 (1H; d; 8,4) 132,2 3-O-Xyl- 1'' 5,34 (1H; d; 7,0) 101,7 CH 3, 5'' 5,16 (1H; d; 6,8) 104,6 2'' 3,19-3,31 (1H, m) 75,7 CH 1'' 3,74 (1H; d; 4,8) 75,3 3'' 3,19-3,31 (1H, m) 73,6 CH 2'' 3,48 (1H; t; 5,8) 77,5 4'' 3,19-3,31 (1H, m) 69,4 CH 3'' 3,41 (1H; d; 8,2) 71,0 5'' 3,64 (1H; dd; 10,0; 11,5) 2,95 (1H; dd; 10,0; 11,5) 65,9 CH2 1'', 2'', 4'' 3,76 (2H; d; 4,6) 67,2 3.1.4.12. Hợp chất NA.22 (isoquercitrin) Hình 3.27. Cấu trúc hóa học và tương quan HMBC của hợp chất NA.22 Hợp chất NA.22 được phân lập từ cao NA.E (Sơ đồ 2.3), dạng bột, màu vàng. Phổ 1H-NMR (Phụ lục 22.1), phổ 13C-NMR (Phụ lục 22.2), phổ DEPT (Phụ lục 22.3), phổ HSQC (Phụ lục 22.4) và phổ HMBC (Phụ lục 22.5) của hợp chất NA.22 cho tín hiệu tương tự với phổ của hợp chất NA.20. Ngoài ra, trên vòng B có sự biến mất một proton ở δH 6,88 (1H; d; 9,0; H-3'), thay vào đó có sự xuất hiện tín hiệu của carbon tứ cấp tại δC 133,3 (C-3'), như vậy hợp chất NA.22 có cấu trúc tương tự NA.20 và có thêm 1 nhóm hydroxyl thế vào vị trí C-3'. Từ các dữ liệu phổ nêu trên và so sánh với tài liệu [110] (Bảng 3.26), có thể khẳng định hợp chất NA.22 là quercetin-3-O-β-D-glucopyranoside (isoquercitrin) (Hình 3.27). Hợp chất này lần đầu tiên được phân lập ở chi Nervilia. 86 Bảng 3.26. Dữ liệu phổ NMR của hợp chất NA.22 Vị trí Hợp chất NA.22 (CD3OD) Isoquercitrin (CD3OD) [110] δH (J, Hz) δC DEPT HMBC (1H→13C) δH (J, Hz) δC 2 156,1 C 158,8 3 133,3 C 136,0 4 177,4 C 179,6 5 161,2 C 163,1 6 6,20 (1H; d; 2,0) 98,6 CH 5, 7, 8, 10 6,20 (1H; d; 1,7) 99,9 7 164,1 C 166,7 8 6,40 (1H; d; 2,0) 93,5 CH 6, 7, 9, 10 6,39 (1H; d; 1,7) 94,8 9 156,3 C 158,6 10 103,9 C 105,5 5-OH 12,63 (1H, brs) 1' 121,6 C 123,1 2' 6,85 (1H; d; 9,0) 116,2 CH 2, 3', 4', 6' 7,66 (1H; d; 2,2) 116,1 3' 144,8 C 145,9 4' 148,4 C 150,0 5' 7,57 (1H, m) 115,2 CH 3', 4' 6,84 (1H; d; 8,5) 117,6 6' 7,58 (1H, m) 121,1 CH 2, 2', 4' 7,63 (1H; dd; 8,5; 2,2) 123,2 3-O-Glc- 1'' 5,45 (1H; d; 7,5) 100,9 CH 3 5,25 (1H; d; 7,6) 104,5 2'' 3,20-3,40 (1H, m) 74,1 CH 1'', 3'', 5'' 3,42 (1H; dd; 7,6; 9,0) 75,8 3'' 3,20-3,40 (1H, m) 76,5 CH 2'', 4'' 3,48 (1H, m) 78,4 4'' 3,20-3,40 (1H, m) 69,9 CH 3'', 5'', 6'' 3,35 (1H, m) 71,3 5'' 3,20-3,40 (1H, m) 77,5 CH 1'', 4'' 3,22 (1H, m) 78,2 6'' 3,57 (1H, m) 3,20 (1H, m) 60,9 CH2 3'', 4'' 3,58 (1H; dd; 12,0; 5,5) 3,71 (1H; dd; 12,0; 2,5) 62,6 87 3.1.5. Các hợp chất khác 3.1.5.1. Hợp chất NA.23 (genistin) Hình 3.28. Cấu trúc hóa học và tương quan HMBC của hợp chất NA.23 Hợp chất NA.23 được phân lập từ cao NA.E (Sơ đồ 2.3), dạng bột, màu vàng. Phổ ESI-MS (Phụ lục 23.1) xuất hiện mũi ion phân tử ở m/z 433,25 [M+H]+ xác định công thức phân tử của NA.23 là C21H20O10. Phổ 1H-NMR (500 MHz, DMSO-d6, δH ppm) (Phụ lục 23.2) cho thấy ở vùng trường thấp xuất hiện tín hiệu cộng hưởng của 6 proton methine vòng thơm ở δH 6,47 (1H; d; 2,0; H-6), δH 6,72 (1H; d; 2,0; H-8), δH 7,39 (2H; d; 8,5; H-2', H-6') và δH 6,83 (2H; d; 8,5; H- 3', H-5'); và 1 proton olefine tại δH 8,42 (1H, s, H-2) của vòng C. Điều này cho thấy hợp chất NA.23 có một vòng thơm mang 2 nhóm thế và một vòng thơm mang 4 nhóm thế. Ngoài ra, ở vùng trường thấp còn có tín hiệu đặc trưng của 1 nhóm hydroxyl kiềm nối ở δH 12,93 (1H, s, 5-OH). Ở vùng trường cao có sự xuất hiện tín hiệu cộng hưởng của 1 proton anomer δH 5,06 (1H; d; 7,5; H-1''), 2 proton oxymethylene tại δH 3,72 (1H; dd; 5,0; 10,0; H- 6''a) và δH 3,47 (1H; dd; 6,0; 10,0; H-6''b), và 4 proton oxy methine ở δH 3,42 (1H; dd; 6,0; 10,0; H-5''), δH 3,17 (1H; m; H-4''), δH 3,29 (1H; m; H-3''), δH 3,26 (1H; m; H-2'') đặc trưng cho phân tử đường β-glucopyranose. Phổ 13C-NMR (125 MHz, DMSO-d6, δC ppm) (Phụ lục 23.3), phổ DEPT (Phụ lục 23.4) cho tín hiệu cộng hưởng ứng với 21 carbon bao gồm 1 carbon carbonyl liên hợp δC 180,5 (C-4), 4 carbon tứ cấp nối với oxy ở δC 163,0 (C-7), δC 161,6 (C-5), δC 157,2 (C-9) và δC 157,5 (C-4'); 3 carbon tứ cấp δC 122,6 (C-3), δC 121,0 (C-1') và δC 106,1 (C-10); 1 carbon methine nối với oxy δC 154,6 (C-2) và 6 nhóm methine của vòng thơm ở δC 94,5 (C- 8), δC 99,6 (C-6), δC 115,1 (C-3', C-5'), và δC 130,2 (C-2', C-6'). Ngoài ra, còn xuất hiện các tín hiệu 6 carbon của một phân tử đường β-glucopyranose gồm 1 carbon anomer ở δC 99,9 (C-1''), 4 carbon methine ở δC 77,2 (C-5''), δC 76,4 (C-3''), δC 73,1 (C-2''), δC 69,6 (C-4''); cùng với 1 carbon oxymethylene ở δC 60,6 (C-6''). 88 Bảng 3.27. Dữ liệu phổ NMR của hợp chất NA.23 Vị trí Hợp chất NA.23 (DMSO-d6) Genistin (DMSO-d6) [111] δH (J, Hz) δC DEPT HMBC (1H→13C) δH (J, Hz) δC 2 8,42 (1H, s) 154,6 CH 3, 4, 1' 8,34 (1H, s) 154,3 3 122,6 C 122,6 4 180,5 C 180,4 5 161,6 C 161,1 6 6,47 (1H; d; 2,0) 99,6 CH 5, 7, 8,10 6,43 (1H; d; 2,0) 99,6 7 163,0 C 162,7 8 6,72 (1H; d; 2,0) 94,5 CH 6, 7, 9, 10 6,67 (1H; d; 2,0) 94,7 9 157,2 C 157,0 10 106,1 C 106,1 1' 121,0 C 121,2 2' 7,39 (1H; d; 8,5) 130,2 CH 3, 1', 3', 4' 7,37 (1H; d; 8,0) 130,2 3' 6,83 (1H; d; 8,5) 115,1 CH 1', 2', 4' 6,80 (1H; d; 8,0) 115,2 4' 157,5 C 157,2 5' 6,83 (1H; d; 8,5) 115,1 CH 1', 4', 6' 6,80 (1H; d; 8,0) 115,2 6' 7,39 (1H; d; 8,5) 130,2 CH 3, 1', 3', 4', 5' 7,37 (1H; d; 8,0) 130,2 5-OH 12,93 (1H, s) 5, 6, 10 4'-OH 9,62 (1H, s) 7-O-Glc- 1'' 5,06 (1H; d; 7,5) 99,9 CH 7, 2'', 3'' 99,7 2'' 3,26 (1H, m) 73,1 CH 1'' 72,8 3'' 3,29 (1H, m) 76,4 CH 2'' 75,8 4'' 3,17 (1H, m) 69,6 CH 5'' 69,4 5'' 3,42 (1H; dd; 10,0; 6,0) 77,2 CH 4'', 6'' 76,7 6'' 3,72 (1H; dd; 10,0; 5,0) 3,47 (1H; dd; 10,0; 6,0) 60,6 CH2 4'', 5'' 60,5 Phổ HSQC (Phụ lục 23.5) của hợp chất NA.23 cho thấy tương quan của proton ở δH 8,42 (1H, s, H-2) với 1 carbon methine ở δC 154,6 (C-2) đặc trưng cho khung sườn isoflavone. 89 Phân tích phổ hai chiều HMBC (Phụ lục 23.6) cho thấy 2 proton thơm ở δH 6,47 (1H; d; 2,0; H-6); δH 6,72 (1H; d; 2,0; H-8) đều cho tương quan với carbon thơm mang nhóm thế gắn oxy ở δC 163,0 (C-7) và carbon vòng thơm không mang oxy ở δC 106,1 (C- 10). Ngoài ra, 2 proton này lần lượt cho tương quan với carbon của vòng thơm mang oxy ở δC 161,6 (C-5) và δC 157,2 (C-9) như vậy 2 carbon ở δC 99,6 và δC 94,5 chính là C-6 và C-8. Trên vòng B cho thấy 2 proton ở δH 7,39 (2H; d; 8,5; H-2', H-6') cùng cho tương quan HMBC với carbon tứ cấp ở δC 121,0 nên carbon này chính là C-1'. Ngoài ra, trên phổ HMBC cũng cho thấy tín hiệu proton ở δH 7,39 (2H; d; 8,5; H-2', H-6') lại cho tương quan với carbon ở δC 157,5 (C-4') và carbon ở δC 122,6 do đó carbon này chính là C-3 và vòng B sẽ gắn vào khung tại vị trí C-3. Phổ HMBC cho thấy proton olefine δH 8,42 (1H, s, H-2) cùng cho tương quan với 2 carbon tứ cấp δC 122,6 (C-3), δC 121,0 (C-1') và carbon carbonyl ở δC 180,5 (C-4) nên proton olefine này chính là H-2. Mặt khác, proton anomer ở δH 5,06 (1H; d; 7,5; H-1'') cho tương quan với phần aglycon ở δC 163,0 (C-7) như vậy phân tử đường β- glucopyranose nối vào C-7. Từ các nhận định nêu trên và so sánh với tài liệu [111] (Bảng 3.27), hợp chất NA.23 là genistein-7-O-β-glucopyranoside (genistin) (Hình 3.28). Hợp chất này lần đầu tiên được phát hiện ở chi Nervilia. 3.1.5.2. Hợp chất NA.24 (gallic acid) Hình 3.29. Cấu trúc hóa học của hợp chất NA.24 Hợp chất NA.24 được phân lập từ cao NA.E (Sơ đồ 2.3), dạng tinh thể màu trắng. Phổ 1H-NMR (500 MHz, acetone-d6, δH ppm) (Phụ lục 24.1) của hợp chất NA.24 cho thấy có 2 tín hiệu proton của nhóm methine vòng thơm tại δH 7,16 (1H, s, H-3, H-7). Phổ 13C-NMR (125 MHz, acetone-d6, δC ppm) (Phụ lục 24.2) cho thấy hợp chất có 7 carbon, trong đó có 1 tín hiệu carbon của nhóm carboxyl tại δC 168,0 (C-1), có 2 tín hiệu 90 của carbon olefin vòng thơm tại δC 110,1 (C-3, C-7) và 4 tín hiệu của carbon tứ cấp tại δC 121,9 (C-2), 145,9 (C-4), 138,6 (C-5), 145,9 (C-6). So sánh các số liệu phổ NMR của hợp chất NA.24 với hợp chất 3,4,5- trihydroxybenzoic acid [112] (Bảng 3.28), thấy có sự tương đồng nên đề nghị NA.24 là 3,4,5-trihydroxybenzoic acid (gallic acid) (Hình 3.29). Hợp chất này lần đầu tiên được tìm thấy ở chi Nervilia. Bảng 3.28. Dữ liệu phổ NMR của hợp chất NA.24 Vị trí Hợp chất NA.24 (acetone-d6) Gallic acid (acetone-d6) [112] δH (J, Hz) δC DEPT δH (J, Hz) δC 1 168,0 C 167,9 2 122,0 C 120,8 3 7,16 (1H, s) 110,1 CH 7,15 (1H, s) 109,1 4 146,0 C 144,9 5 138,7 C 137,7 6 146,0 C 144,9 7 7,16 (1H, s) 110,1 CH 7,15 (1H, s) 109,1 3.1.5.3. Hợp chất NA.25 (caffeic acid) Hình 3.30. Cấu trúc hóa học của hợp chất NA.25 Hợp chất NA.25 được phân lập từ cao NA.E (Sơ đồ 2.3), dạng bột, màu vàng. Phổ 1H-NMR (500 MHz, acetone-d6, δH ppm) (Phụ lục 25.1) của hợp chất NA.25 cho thấy có 3 tín hiệu proton của nhóm methine vòng thơm tại δH 7,15 (1H; d; 2,0; H-2), 7,02 (1H; dd; 2,0; 8,5; H-5), 6,86 (1H; d; 8,0; H-6) và 2 tín hiệu proton có cấu hình E δH 7,54 (1H; d; 16,0; H-7), 6,25 (1H; d; 16,0; H-8). Phổ 13C-NMR (125 MHz, acetone-d6, δC ppm) (Phụ lục 25.2) cho thấy hợp chất có 9 carbon, trong đó có 1 tín hiệu carbon của nhóm carboxyl tại δC 168,2 (C-9), có 3 tín hiệu của carbon olefin vòng thơm tại δC 116,3 (C-2), 115,0 (C-5), 122,4 (C-6); cặp tín hiệu carbon olefin cấu hình E tại δC 146,4 (C-7) và 115,8 (C-8) và 3 tín hiệu của carbon tứ cấp tại δC 127,6 (C-1), 145,8 (C-3), 148,7 (C-4). 91 So sánh các số liệu phổ NMR của hợp chất NA.25 với hợp chất 3,4- dihydroxycinnamic acid [113] (Bảng 3.29), thấy có sự tương đồng nên đề nghị NA.25 là 3,4-dihydroxycinnamic acid (caffeic acid) (Hình 3.30). Hợp chất này lần đầu tiên được phân lập ở chi Nervilia. Bảng 3.29. Dữ liệu phổ NMR của hợp chất NA.25 Vị trí Hợp chất NA.25 (acetone-d6) Caffeic acid (acetone-d6) [113] δH (J, Hz) δC DEPT δH (J, Hz) δC 1 127,6 C 127,0 2 7,15 (1H; d; 2,0) 116,3 CH 7,09 (1H; d; 2,0) 115,4 3 145,8 C 144,1 4 148,7 C 146,8 5 7,02 (1H; dd; 2,0; 8,5) 115,0 CH 6,95 (1H; dd; 2,0; 6,0) 114,3 6 6,86 (1H; d; 8,0) 122,4 CH 6,87 (1H; d; 8,0) 122,5 7 7,54 (1H; d; 16,0) 146,4 CH 7,56 (1H; d; 16,0) 145,6 8 6,25 (1H; d; 16,0) 115,8 CH 6,24 (1H; d; 16,0) 114,9 9 168,2 C 168,8 Nhận xét chung về thành phần hóa học, trong 25 hợp chất thu được có 2 hợp chất mới nerviside I, J có khung cycloartane, 1 hợp chất mới nervione có vòng benzofuran, các flavonoid thu được có khung flavone, flavonol và isoflavone; và các acid. Kết quả này phù hợp với các các nghiên cứu về thành phần hóa học của chi Nervilia đã công bố trước đây. Sau đây là cấu trúc của 25 hợp chất phân lập được. 2 hợp chất mới nerviside I, J có khung cycloartane: 1 hợp chất mới nervione có vòng benzofuran: 92 7 flavonoid có khung flavone: R1 R2 R3 R4 R5 R6 Tên chất NA.04 H OCH3 H OCH3 H H 5,7-Dimethoxyflavone NA.05 H OCH3 H OCH3 H OH 4'-Hydroxy-5,7- dimethoxyflavone NA.06 OCH3 OCH3 H OCH3 H H 3,5,7-Trimethoxyflavone NA.07 H OCH3 OCH3 OCH3 H OCH3 4',5,6,7-Tetramethoxyflavone NA.08 H OH OCH3 OCH3 H H 5-Hydroxy-7-methoxyflavone NA.09 OCH3 OH H OCH3 H H 5-Hydroxy-3,7- dimethoxyflavone NA.10 H OH H OH OCH3 OCH3 5,7-Dihydroxy-3',4'- dimethoxyflavone 12 flavonoid có khung flavonol: R1 R2 R3 R4 Tên chất NA.11 H OCH3 OH OH Rhamnetin NA.12 H OCH3 H OH Rhamnocitrin NA.13 Glc-Glc OCH3 H OH Nervilifordin B NA.14 Glc OCH3 Glc Glc Complanatuside NA.15 H OCH3 OCH3 OH Rhamnazin NA.16 Glc OCH3 OCH3 OH Flavoyadorinin A NA.17 Glc-Glc OCH3 OCH3 OH Nervilifordizin B NA.18 Xyl-Glc OCH3 OCH3 OH Nervilifordizin A NA.19 H OH H OH Kaempferol NA.20 Glc OH H OH Astragalin NA.21 Xyl OH H OH Kaempferol-3-O-β-D-xylopyranoside NA.22 Glc OH OH OH Isoquercitrin 1 isoflavone và 2 acid: 93 3.2. Hoạt tính sinh học của các hợp chất 3.2.1. Hoạt tính ức chế enzyme a-glucosidase Phương pháp thử hoạt tính ức chế enzyme α-glucosidase của các hợp chất tinh khiết được trình bày trong mục 2.3.3.1. Thử nghiệm được tiến hành tại Phòng thí nghiệm Hóa dược, khoa Hóa học, Trường Đại học Khoa học Tự nhiên, Đại học Quốc gia Thành phố Hồ Chí Minh. Kết quả thử nghiệm thu được thể hiện ở (Bảng 3.30). Bảng 3.30. Hoạt tính ức chế enzyme α-glucosidase của các chất tinh khiết Thứ tự chất Tên chất IC50 (µM) NA.03 Nervione >250 NA.04 5,7-Dimethoxyflavone >250 NA.05 4'-Hydroxy-5,7-dimethoxyflavone >250 NA.06 3,5,7-Trimethoxyflavone >250 NA.07 4',5,6,7-Tetramethoxyflavone >250 NA.08 5-Hydroxy-7-methoxyflavone >250 NA.10 5,7-Dihydroxy-3',4'-dimethoxyflavone >250 NA.11 Rhamnetin >250 NA.12 Rhamnocitrin 62,8 NA.13 Nervilifordin B 68,3 NA.14 Complanatuside 97,7 NA.15 Rhamnazin 42,0 NA.16 Flavoyadorinin A >250 NA.18 Nervilifordizin A 31,6 NA.20 Astragalin 35,6 NA.21 Kaempferol-3-O-β-D-xylopyranoside 86,6 NA.22 Isoquercitrin 36,9 NA.23 Genistin >250 NA.25 Caffeic acid 1,4 Acarbose 214,5 94 Hoạt tính ức chế enzyme α-glucosidase của 19 hợp chất tinh khiết thu được thể hiện ở (Bảng 3.30) cho thấy: Giá trị IC50 của các hợp chất NA.03, NA.04, NA.05, NA.06, NA.07, NA.08, NA.10, NA.11, NA.16 và NA.23 lớn hơn 250 µM, và cao hơn so với đối chứng acarbose 214,5 µM, các hợp chất còn lại đều thấp hơn. Trong đó, khả năng kháng enzyme α-glucosidase theo thứ tự từ cao nhất đến thấp: NA.25, NA.18, NA.20, NA.22, NA.15, NA.12, NA.13, NA.21, NA.14 tương ứng 1,4; 31,6; 35,6; 36,9; 42,0; 62,8; 68,3; 86,6; 97,7 µM. Trong số các hợp chất có hoạt tính ức chế enzyme α-glucosidase, hợp chất có khả năng ức chế mạnh nhất là NA.25 cao gấp 153,2 lần so với đối chứng acarbose, kết quả này thấp hơn so với nghiên cứu về hoạt tính ức chế enzyme α-glucosidase của caffeic acid trong điều trị đái tháo đường type 2 với IC50 0,90 µM [114]. Các hợp chất NA.18, NA.20, NA.22, NA.15 cao gấp 5,1-6,8 lần; các hợp chất NA.12, NA.13, NA.21, NA.14 cao gấp 2,2-3.4 lần so với đối chứng acarbose. Trong đó, hoạt tính ức chế enzyme α-glucosidase của isoquercitrin có IC50 36,9 µM thấp hơn so với kết quả nghiên cứu [115] (24,0 µM). Tiềm năng ức chế α-glucosidase của flavonoid đã được nghiên cứu và báo cáo rộng rãi, dựa vào mối quan hệ hoạt động của các nhóm thế trên cấu trúc của nhóm hợp chất này (Hình 3.31). Các nghiên cứu cho thấy, nhóm thế hydroxyl vào vị trí C-3, C-5 và C-4' làm tăng khả năng ức chế α-glucosidase, ngược lại nếu nhóm thế ở vị trí C-3, C-7 là nhóm methyl hoặc đường đều làm giảm tác dụng ức chế. Tất cả các bài báo đều cho rằng nhóm hydroxyl tự do ở C-4', có thể tạo ra các tương tác chính với enzyme, được coi là rất quan trọng. Đặc biệt các nghiên cứu đối với α-glucosidase của S. cerevisiae, cho thấy các nhóm hydroxyl ở vị trí C-3 và C-7, oxy carbonyl ở vị trí C-4 và các nhóm hydroxyl của vòng B là một trong những nhóm chính làm tăng cường liên kết thông qua liên kết H [116, 117]. Hình 3.31. Ảnh hưởng của các nhóm thế flavonoid lên hoạt tính ức chế α-glucosidase Từ các biện luận trên so với kết quả nghiên cứu hoạt tính ức chế α-glucosidase của các 8 hợp chất thuộc nhóm flavonol NA.18, NA.20, NA.22, NA.15, NA.12, NA.13, NA.21, NA.14 (Bảng 3.30) cho thấy chúng đều có nhóm hydroxyl ở vị trí C-5 và C-4' tự do, và 95 nhóm oxy carbonyl ở vị trí C-4; các vị trí C-3, C-7 và C-3' gắn với các nhóm thế khác nhau như hydroxyl, methoxy, O-glycoside tạo ra sự khác nhau về mức độ ức chế α-glucosidase của các hợp chất này. 3.2.2. Hoạt tính gây độc tế bào Phương pháp thử hoạt tính gây độc các dòng tế bào khối u MCF-7 và K562 của các chất tinh khiết NA.01 và NA.02 được trình bày trong mục 2.3.3.2. Thử nghiệm được tiến hành tại Phòng Thí nghiệm Sinh học Phân tử, Bộ môn Di truyền, Trường Đại học Nguyễn Tất Thành. Kết quả thử nghiệm thu được như sau: Bảng 3.31. Hoạt tính gây độc tế bào của hợp chất NA.01 và NA.02 Dòng tế bào Hợp chất IC50 (µM) K562 NA.01 13,3 NA.02 14,3 Doxorubicin 0,9 MCF-7 NA.01 26,1 NA.02 62,7 Doxorubicin 8,8 Kết quả thử nghiệm cho thấy cả hai hợp chất NA.01 và NA.02 đều có hoạt tính trung bình chống lại hai dòng tế bào ung thư này. Theo kết quả từ tài liệu [19, 22] các hợp chất nerviside A-H đều không có hoạt tính gây độc tế bào HepG2 kết hợp với kết quả thử hoạt tính của các loại cao chiết (Bảng 3.2), do đó không thử nghiệm hoạt tính gây độc trên dòng tế bào HepG2 này. Nhận xét chung về hoạt tính sinh học, hoạt tính ức chế enzyme α-glucosidase được xác định trên cao tổng, các cao phân đoạn và 19 hợp chất tinh khiết. Trong đó, 2 loại cao NA.C và NA.E được sử dụng để phân lập các hợp chất có IC50 tương ứng là 18,4; 35,4 (µg/mL). Các hợp chất có hoạt tính ức chế enzyme α-glucosidase thuộc nhóm flavonol và caffeic acid, trong đó, các flavonol có hoạt tính ức chế mạnh gấp 2,2-6,8 lần; còn caffeic acid có hoạt tính mạnh nhất cao gấp 153,2 lần so với đối chứng acarbose. Hoạt tính gây độc tế bào của hợp chất nerviside I và nerviside J có hoạt tính ức chế trung bình trên hai dòng tế bào K562 và MCF-7. 96 CHƯƠNG 4. KẾT LUẬN VÀ KIẾN NGHỊ 4.1. Kết luận Cây N. aragoana được thu hái tại huyện Cư M’gar, tỉnh Đắk Lắk. Từ bột toàn cây N. aragoana (4 kg), ngâm chiết trong dung môi EtOH 96% thu được cao tổng EtOH - NA.Et (280,0 g). Chiết phân đoạn bằng phương pháp chiết lỏng - lỏng thu được các cao phân đoạn bao gồm cao n-hexane - NA.H (110,0 g), cao CHCl3 - NA.C (25,0 g), cao EtOAc - NA.E (90,0 g) và cao nước - NA.W (45,0 g). Từ cao NA.C (25 g) tiến hành CC và TLC đã phân lập được 9 hợp chất, ký hiệu lần lượt là NA.03 (6,0 mg ), NA.04 (26,0 mg), NA.05 (12,0 mg), NA.06 (17,0 mg), NA.07 (12,0 mg), NA.08 (8,0 mg), NA.09 (15,0 mg), NA.10 (14,0 mg), NA.11 (10,0 mg). Từ cao NA.E (90,0 g) tiến hành CC và TLC đã phân lập được 16 hợp chất, ký hiệu lần lượt là NA.01 (10,0 mg), NA.02 (14,0 mg), NA.12 (20,0 mg), NA.13 (8,0 mg), NA.14 (18,0 mg), NA.15 (32,0 mg), NA.16 (17,0 mg), NA.17 (11,0 mg), NA.18 (15,0 mg), NA.19 (10,0 mg), NA.20 (23,0 mg), NA.21 (14,0 mg), NA.22 (17,0 mg), NA.23 (8,0 mg), NA.24 (14,0 mg) và NA.25 (26,0 mg). Cấu trúc của các hợp chất này được xác định dựa vào số liệu phổ ESI-MS, phổ 1D NMR (1H-NMR và 13C-NMR) và 2D NMR (HSQC, HMBC, COSY), cấu hình tuyệt đối của hợp chất được xác định dựa vào phương pháp DP4+, ECD; đồng thời đối chiếu với các tài liệu tham khảo, đã xác định được cấu trúc hóa học của 25 hợp chất. Trong 25 hợp chất thu được có nerviside I (NA.01), nerviside J (NA.02), nervione (NA.03) là 3 hợp chất lần đầu tiên được phân lập và công bố trên thế giới. Trong 22 hợp chất còn lại có 14 hợp chất bao gồm 7 hợp chất thuộc nhóm flavone đó là 5,7- dimethoxyflavone (NA.04), 4'-hydroxy-5,7-dimethoxyflavone (NA.05), 3,5,7- trimethoxyflavone (NA.06), tetramethylscutellarein (NA.07), 5-hydroxy-7- methoxyflavone (NA.08), 5-hydroxy-3,7-dimethoxyflavone (NA.09), 5,7-dihydroxy-3',4'- dimethoxyflavone (NA.10); 4 hợp chất thuộc nhóm flavonol bao gồm kaempferol (NA.19), astragalin (NA.20), kaempferol-3-O-β-D-xylopyranoside (NA.21), isoquercitrin (NA.22); 1 hợp chất thuộc nhóm isoflavone là genistin (NA.23); và 2 acid là gallic acid (NA.24) và caffeic acid (NA.25) là các hợp chất lần đầu tiên phân lập được ở chi Nervilia. Các hợp 97 chất còn lại thuộc nhóm flavonol bao gồm rhamnetin (NA.11), rhamnocitrin (NA.12), nervilifordin B (NA.13), complanatuside (NA.14), rhamnazin (NA.15), flavoyadorinin A (NA.16), nervilifordizin B (NA.17), nervilifordizin B (NA.18), 8 hợp chất này lần đầu tiên được tìm thấy ở loài N. aragoana. Hoạt tính ức chế enzyme α-glucosidase của cao tổng NA.Et, các cao phân đoạn NA.H, NA.C, và NA.E có IC50 tương ứng là 79,9; 37,6; 18,4; 35,4 (µg/mL). Xác định được hoạt tính ức chế enzyme α-glucosidase của 19 hợp chất tinh khiết, trong đó nervione (NA.03); các hợp chất thuộc nhóm flavone 5,7-dimethoxyflavone (NA.04), 4'-hydroxy-5,7- dimethoxyflavone (NA.05), 3,5,7-trimethoxyflavone (NA.06), 4',5,6,7- tetramethoxyflavone (NA.07), 5-hydroxy-7-methoxyflavone (NA.08), 5,7-dihydroxy-3',4'- dimethoxyflavone (NA.10); isoflavone genistin (NA.23); và 2 flavonol rhamnetin (NA.11), flavoyadorinin A (NA.16) đều có IC50 >250 µM so với đối chứng acarbose 214,5 µM cho thấy các hợp chất này có hoạt tính ức chế enzyme α-glucosidase thấp. Các hợp chất còn lại đều có hoạt tính ức chế enzyme α-glucosidase cao hơn so với đối chứng theo thứ tự từ cao nhất đến thấp: caffeic acid (NA.25), nervilifordizin A (NA.18), astragalin (NA.20), isoquercitrin (NA.22), rhamnazin (NA.15), rhamnocitrin (NA.12), nervilifordin B (NA.13), kaempferol-3-O-β-D-xylopyranoside (NA.21), complanatuside (NA.14) có IC50 tương ứng là 1,4; 31,6; 35,6; 36,9; 42,0; 62,8; 68,3; 86,6; 97,7 (µM). Hoạt tính gây độc tế bào của hợp chất nerviside I (NA.01) và nerviside J (NA.02) có IC50 tương ứng 13,3; 14,3 (µM) ở dòng tế bào K562, và 26,1; 62,7 (µM) đối với dòng tế bào khối u MCF-7. Tổng lược về kết quả nghiên cứu của luận án: Cây N. aragoana được thu tại huyện Cư M’gar, tỉnh Đắk Lắk đã phân lập và xác định cấu trúc của 25 hợp chất, trong đó có 3 hợp chất: nerviside I, nerviside J, nervione là 3 hợp chất lần đầu tiên được phân lập và công bố trên thế giới. 14 hợp chất bao gồm 7 hợp chất thuộc nhóm flavone, 4 hợp chất thuộc nhóm flavonol, 1 hợp chất thuộc nhóm isoflavone và 2 acid (gallic acid và caffeic acid) là các hợp chất lần đầu tiên phân lập được ở chi Nervilia. Các hợp chất còn lại thuộc nhóm flavonol lần đầu tiên được tìm thấy ở loài N. aragoana. 98 Caffeic acid và các flavonol thu được thể hiện hoạt tính ức chế enzyme α-glucosidase cao hơn so với đối chứng acarbose đó là nervilifordizin A, astragalin, isoquercitrin, rhamnazin, rhamnocitrin, nervilifordin B, kaempferol-3-O-β-D-xylopyranoside, complanatuside. Trong đó, caffeic acid là hợp chất có hoạt tính ức chế enzyme α- glucosidase mạnh nhất cao gấp 153,2 lần so với đối chứng acarbose, các hợp chất còn lại có hoạt tính cao gấp 2,2-6,8 lần so với đối chứng acarbose. Kết quả này là những đóng góp mới ở Việt Nam cũng như trên thế giới và là những đóng góp có giá trị cho kho tàng nghiên cứu về các hợp chất thiên nhiên, đồng thời góp phần vào danh sách các dược liệu có tiềm năng trong điều trị đái tháo đường type 2. 4.2. Kiến nghị Tiếp tục khảo sát phân đoạn cao n-hexane NA.H, cao nước NA.W và các phân đoạn còn lại của các cao NA.C và NA.E. Thử nghiệm hoạt tính ức chế enzyme α-glucosidase của các chất chưa xác định NA.01, NA.02, NA.09, NA.17, NA.19, NA.24. Thử hoạt tính sinh học khác như khả năng kháng oxy hóa, kháng đái tháo đường in vivo, kháng viêm của các hợp chất phân lập được. 99 TÀI LIỆU THAM KHẢO [1]. P.H. Hộ, Cây Cỏ Việt Nam, NXB Trẻ, 1999. [2]. Đ.H. Bích, Đ.Q. Chung, et al., Cây thuốc và động vật làm thuốc ở Việt Nam (tập 1), NXB Khoa học và Kỹ thuật, Hà Nội, 2003. [3]. W. Zhengyi, P. H. Raven, and H. Deyuan, Flora of China, Science Press (Beijing) & Missouri Botanical Garden (St. Louis), 2009, 25, 197–201. [4]. www.theplantlist.org. Nervilia concolor Available from: [5]. L. V. Averyanov, Nervilia gracilis – A New Orchid Species from Northern Vietnam, Taiwania, 2011, 56 (1), 50-53. [6]. R. Yonzone, D. Lama, et al., Diversity, Distribution and Present Status of Nervilia Commerson ex Gaudichaud (Orchidaceae) in Darjeeling Himalaya, West Bengal, India, East Himalayan Society for Spermatophyte Taxonomy, 2013, 7 (1), 146-154. [7]. L.V. Averyanov, The orchids of Vietnam. Illustrated survey. Part 3. Subfamily Epidendroideae (primitive tribes – Neottieae, Vanilleae, Gastrodieae, Nervilieae), Turczaninowia, 2011, 14, 15-100. [8]. Đ.T. Lợi, Những cây thuốc và vị thuốc Việt Nam, NXB Thời Đại - Hà Nội, 2011. [9]. M.M. Hossain, Therapeutic orchids: traditional uses and recent advances — An overview, Fitoterapia, 2011, 82 (2), 102-140. [10]. N. Tập, Danh lục đỏ cây thuốc Việt Nam, Viện Dược Liệu, Khoa Tài nguyen Dược liệu, Hà Nội, 2004. [11]. C. Wiart, Medicinal Plants of China, Korea, and Japan: Bioresources for Tomorrow’s Drugs and Cosmetics, CRC Press, 2012, 120-121. [12]. O. Blackswan, Indian Medicinal Plants: A Compendium of 500 Species, Orient Longman, 1995, 4, 131-133. [13]. H.S. Zhen, Y.Y. Zhou, et al., Studies on the chemical constituents of the ethyl acetate portion of Nervilia fordii, Zhong Yao Cai, 2007, 30 (8), 942-945. [14]. G.X. Zhou, C.L. Lu, et al., An acetyl flavonol from Nervilia fordii (Hance) Schltr, Journal of Asian Natural Products Research, 2009, 11 (6), 498-502. [15]. L.-W. Tian, Y. Pei, et al., 7-O-Methylkaempferol and -quercetin Glycosides from the Whole Plant of NerWilia fordii, Journal of Natural Products, 2009, 72, 1057–1060. [16]. H.S. Zhen, Q. Qiu, et al., Studies on the chemical constituents of the petroleum ether portion of Nervilia fordii, Zhong Yao Cai, 2010, 33 (5), 717-719. [17]. L. Zhang, C.C. Zhu, et al., Simultaneous determination of seven flavonoids in Nervilia fordii with HPLC, Yao Xue Xue Bao, 2011, 46 (10), 1237-1240. [18]. L. Zhang, Z.-X. Zhao, et al., Three new flavonol glycosides from Nervilia fordii, Phytochemistry Letters, 2012, 5 (1), 104-107. [19]. L.B. Wei, J.M. Chen, et al., Three new cycloartane glycosides from Nervilia fordii, Journal of Asian Natural Products Research, 2012, 14 (6), 521-527. [20]. J.M. Chen, L.B. Wei, et al., A flavonoid 8-C-glycoside and a triterpenoid cinnamate from Nervilia fordii, Journal of Asian Natural Products Research, 2013, 15 (10), 1088-1093. 100 [21]. L. Qiu, Y. Jiao, et al., Five new flavonoid glycosides from Nervilia fordii, Journal of Asian Natural Products Research, 2013, 15 (6), 589-599. [22]. L.-B. Wei, H.-E. Yuan, et al., Five New Cycloartane-Type Triterpenoid Saponins from Nervilia fordii, Helvetica Chimica Acta, 2013, 96 (1), 150-157. [23]. H. Gui-kun, Q. Li, et al., A new labdane diterpenoid glycoside from Nervilia fordii, Acta Pharmaceutica Sinica, 2014, 49 (5), 652−655. [24]. Q. Wei, J.Z. Xie, et al., Two new flavonoid glycosides from Nervilia fordii, Yao Xue Xue Bao, 2016, 51 (6), 961-964. [25]. N. Ikekaw, Y. Fujimoto, et al., Effective separation of sterol C-24 epimers, Journal of Chromatography, 1989, 468, 91-98. [26]. E. Thomas, T. Aneesh, et al., GC-MS analysis of phytochemical compounds present in the rhizomes of Nervilia aragoana Gaud., 2013, 6 (3). [27]. E. Thomas, T.P. Aneesh, and D.G. Thomas, Nervilia aragoava Gaud, a terrestrial orchid Indo-Global Research Journal of Pharmaceutical Sciences, 2013, 3 (3). [28]. H.S. Zhen, Y.Y. Zhou, et al., Study on anticancer effect in vivo of active fraction from Nervilia fordii, Zhong Yao Cai, 2007, 30 (9), 1095-1098. [29]. Y.J. Xu, Y.B. Chen, and L.L. Wang, Effect of Nervilla fordii on lung aquaporin 1 and 5 expression in endotoxin-induced acute lung injury rat, Zhongguo Zhong Xi Yi Jie He Za Zhi, 2010, 30 (8), 861-866. [30]. H. Ming-qing, X. You-liang, et al., Protection of Total Flavonoid Fraction from Nervilia fordii on Lipopolysaccharide-induced Acute Lung Injury in Rats, Chinese Herbal Medicines, 2012, 4 (4), 287-293. [31]. T. Lin, W. Luo, et al., Rhamnocitrin extracted from Nervilia fordii inhibited vascular endothelial activation via miR-185/STIM-1/SOCE/NFATc3, Phytomedicine, 2020, 79, 153350. [32]. Y. Yao, Y. Yuan, et al., Effects of Nervilia fordii Extract on Pulmonary Fibrosis Through TGF-β/Smad Signaling Pathway, Front Pharmacol, 2021, 12, 659627. [33]. K.H. Reddy, P.V. Sharma, and O.V. Reddy, A comparative in vitro study on antifungal and antioxidant activities of Nervilia aragoana and Atlantia monophylla, Pharmaceutical Biology, 2010, 48 (5), 595-602. [34]. E.K. Dilipkumar and J.G. R., Antidiabetic and regenerative effects of alcoholic corm extract of Nervilia aragoana Gaud. in streptozotocin-nicotinamide induced NIDDM rats, International Journal of Phytomedicine, 2013, 5, 207-210. [35]. E. K. Kumar and G.R. Janardhana, Antidiabetic activity of alcoholic stem extract of Nervilia plicata in streptozotocin-nicotinamide induced type 2 diabetic rats, J Ethnopharmacol, 2011, 133 (2), 480-483. [36]. A. Kimura, J.H. Lee, et al., Two potent competitive inhibitors discriminating alpha- glucosidase family I from family II, Carbohydrate Research, 2004, 339 (6), 1035- 1040. [37]. E.A.H. Mohamed, M.J.A. Siddiqui, et al., Potent α-glucosidase and α-amylase inhibitory activities of standardized 50% ethanolic extracts and sinensetin from Orthosiphon stamineus Benth as anti-diabetic mechanism, BMC Complementary and Alternative Medicine, 2012, 12 (1), 176-183. 101 [38]. M.A. Ibrahim, N.A. Koorbanally, and M.S. Islam, Antioxidative activity and inhibition of key enzymes linked to type-2 diabetes (alpha-glucosidase and alpha- amylase) by Khaya senegalensis, Acta Pharmaceutica, 2014, 64 (3), 311-324. [39]. S. Chiba, Molecular mechanism in alpha-glucosidase and glucoamylase, Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry, 1997, 61 (8), 1233-1239. [40]. N.F. Brás, N.M. Cerqueira, et al., Glycosidase inhibitors: a patent review (2008 – 2013), Expert Opinion on Therapeutic Patents, 2014, 24 (8), 857-874. [41]. E. Borges de Melo, A. da Silveira Gomes, and I. Carvalho, α- and β-Glucosidase inhibitors: chemical structure and biological activity, Tetrahedron, 2006, 62 (44), 10277-10302. [42]. N. Asano, Sugar-mimicking glycosidase inhibitors: bioactivity and application, Cellular and Molecular Life Sciences, 2009, 66 (9), 1479-1492. [43]. N. Asano, Glycosidase inhibitors: update and perspectives on practical use, Glycobiology, 2003, 13 (10), 93-104. [44]. A. Balakrishna and H.K. Manikyam, Evaluation of Synergetic Anticancer Activity of Berberine and Curcumin on Different Models of A549, Hep-G2, MCF-7, Jurkat, and K562 Cell Lines, BioMed research international, 2015, 2015, 354614. [45]. M. Meor Ahmad, S.R. Wan Alwi, et al., Review of hepatoprotective agents in herbs, Journal of Engineering Science and Technology, 2015, 10, 14-24. [46]. A. Shafei, W. El-Bakly, et al., A review on the efficacy and toxicity of different doxorubicin nanoparticles for targeted therapy in metastatic breast cancer, Biomed Pharmacother, 2017, 95, 1209-1218. [47]. M. Houshmand, G. Simonetti, et al., Chronic myeloid leukemia stem cells, Leukemia, 2019, 33 (7), 1543-1556. [48]. C. Chen, L. Lu, et al., Autophagy and doxorubicin resistance in cancer, Anticancer Drugs, 2018, 29 (1), 1-9. [49]. C. Cristina, X.S. Renato, et al., Doxorubicin: The Good, the Bad and the Ugly Effect, Current Medicinal Chemistry, 2009, 16 (25), 3267-3285. [50]. A. Varela-López, M. Battino, et al., An update on the mechanisms related to cell death and toxicity of doxorubicin and the protective role of nutrients, Food Chem Toxicol, 2019, 134, 110834. [51]. N.H. Ahmad, R.A. Rahim, and I. Mat, Catharanthus roseus Aqueous Extract is Cytotoxic to Jurkat Leukaemic T-cells but Induces the Proliferation of Normal Peripheral Blood Mononuclear Cells, Tropical life sciences research, 2010, 21 (2), 101-113. [52]. H.J. Barrales-Cureño, R. Cesar, et al., Alkaloids of Pharmacological Importance in Catharanthus roseus. 2019. 1-18. [53]. M. Maqsood, R. Qureshi, et al., In vitro anticancer activities of Withania coagulans against HeLa, MCF-7, RD, RG2 and INS-1 cancer cells and phytochemical analysis, Integrative Medicine Research, 2018, 7. [54]. M.O. Marcarino, S. Cicetti, et al., A critical review on the use of DP4+ in the structural elucidation of natural products: the good, the bad and the ugly. A practical guide, Natural Product Reports, 2022. [55]. A.E. Nugroho and H. Morita, Circular dichroism calculation for natural products, J Nat Med, 2014, 68 (1), 1-10. 102 [56]. N. Grimblat and A. Sarotti, Computational Chemistry to the Rescue: Modern Toolboxes for the Assignment of Complex Molecules by GIAO NMR Calculations, Chemistry - A European Journal, 2016, 22. [57]. P. Dai, N. Jiang, and R.X. Tan, Assignment of absolute stereostructures through quantum mechanics electronic and vibrational circular dichroism calculations, J Asian Nat Prod Res, 2016, 18 (1), 72-91. [58]. X.-C. Li, D. Ferreira, and Y. Ding, Determination of Absolute Configuration of Natural Products: Theoretical Calculation of Electronic Circular Dichroism as a Tool, Current organic chemistry, 2010, 14 (16), 1678-1697. [59]. P. Kumar, A. Nagarajan, and P.D. Uchil, Analysis of Cell Viability by the MTT Assay, Cold Spring Harb Protoc, 2018, 2018 (6), 469-471. [60]. M.M. Corsaro, M. Della Greca, et al., Cycloartane glucosides from Juncus effusus, Phytochemistry, 1994, 37 (2), 515-519. [61]. Jens Linnek, Anne-Claire Mitaine-Offer, et al., Cycloartane Glycosides from Three Species of Astragalus (Fabaceae), Helvetica Chimica Acta 2011, 94, 230-237. [62]. A. Imai, D.C. Lankin, et al., Cycloartane Triterpenes from the Aerial Parts of Actaea racemosa, J Nat Prod, 2016, 79 (3), 541-554. [63]. K. Yoshikawa, S. Katsuta, et al., New cycloartane triterpenoids from Passiflora edulis, J Nat Prod, 2000, 63 (10), 1377-1380. [64]. A.H. Banskota, Y. Tezuka, et al., Thirteen Novel Cycloartane-Type Triterpenes from Combretum quadrangulare, Journal of Natural Products, 2000, 63 (1), 57-64. [65]. M.T. Gutierrez-Lugo, M.P. Singh, et al., New antimicrobial cycloartane triterpenes from Acalypha communis, J Nat Prod, 2002, 65 (6), 872-875. [66]. T. Kikuchi, S. Kadota, et al., Occurrence of non-conventional side chain sterols in an orchidaceous plant, nervilia purpurea schlechter and structure of nervisterol, Chemical & Pharmaceutical Bulletin, 1982, 30 (1), 370-373. [67]. S. Kadota, T. Shima, and T. Kikuchi, Studies on the Constituents of Orchidaceous Plants. VII. The C-24 Stereochemistry of Cyclohomonervilol and 24- Isopropenylcholesterol, Non-conventional Side Chain Triterpene and Sterol, from Nervilia purpurea, Chemical & Pharmaceutical Bulletin, 1987, 35 (1), 200-210. [68]. A.A. Ahmed, A diterpene xyloside from Conyza steudellii, Phytochemistry 1991, 30, 611–612. [69]. Sonia Piacente, Luisa Balderrama, et al., A flavanol-3-O-b-d-xylopyranoside from Anadenanthera macrocarpa, 1999, 51 (5), 709–711. [70]. Z. Ali, S.I. Khan, and I.A. Khan, Phytochemical study of actaea rubra and biological screenings of isolates, Planta Med, 2006, 72 (14), 1350-1352. [71]. R. Thimmappa, K. Geisler, et al., Triterpene Biosynthesis in Plants, Annual Review of Plant Biology, 2014, 65 (1), 225-257. [72]. C. Escobedo-Martínez, M. Concepción Lozada, et al., (1) H and (13) C NMR characterization of new cycloartane triterpenes from Mangifera indica, Magn Reson Chem, 2012, 50 (1), 52-57. [73]. K. Yoshikawa, S. Katsuta, et al., Four Cycloartane Triterpenoids and Six Related Saponins from Passiflora edulis, Journal of Natural Products, 2000, 63 (9), 1229- 1234. 103 [74]. S.A. Knight, Carbon-13 NMR spectra of some tetra- and pentacyclic triterpenoids, Organic Magnetic Resonance, 1974, 6, 603–611. [75]. J.L.C. Sright, A.G. McInnes, et al., Identification of C-24 alkyl epimers of marine sterols by 13C nuclear magnetic resonance spectroscopy, Canadian Journal of Chemistry, 1978, 56 (14), 1898-1903. [76]. W. Herz, K. Watanabe, et al., Cycloartanes from Lindheimera texana, Phytochemistry, 1985, 24 (11), 2645-2654. [77]. J.H. Ju, D. Liu, et al., Beesiosides G, H, and J-N, seven new cycloartane triterpene glycosides from Beesia calthifolia, J Nat Prod, 2002, 65 (2), 147-152. [78]. X. Fu, X.C. Li, et al., Cycloartane glycosides from Sutherlandia frutescens, J Nat Prod, 2008, 71 (10), 1749-1753. [79]. M. Taniguchi, M. Yanai, et al., Three isocoumarins from Coriandrum sativum, Phytochemistry, 1996, 42, 843-846. [80]. C.W. Chang and R.J. Chein, Absolute configuration of anti-HIV-1 agent (-)- concentricolide: total synthesis of (+)-(R)-concentricolide, J Org Chem, 2011, 76 (10), 4154-4157. [81]. Q.-b. Zhang, G. Ding, et al., New furanopyridine alkaloids from the leaves of Glycosmis pentaphylla, Phytochemistry Letters, 2016, 18, 51-54. [82]. R.S. Reddy, s. L1ran, and A. Sudalai, CN-assisted oxidative cyclization of cyano cinnamates and styrene derivatives: a facile entry to 3-substituted chiral phthalides, Organic & biomolecular chemistry, 2012, 1018, 3655-3661. [83]. N. Grimblat, M.M. Zanardi, and A.M. Sarotti, Beyond DP4: an Improved Probability for the Stereochemical Assignment of Isomeric Compounds using Quantum Chemical Calculations of NMR Shifts, The Journal of Organic Chemistry, 2015, 80 (24), 12526-12534. [84]. T.-H. Duong, X.-P. Ha, et al., Sanctis A-C: Three Racemic Procyanidin Analogues From The Lichen Parmotrema sancti-angelii, European Journal of Organic Chemistry, 2018, 2018. [85]. T.-H. Duong, M.A. Beniddir, et al., Tsavoenones A–C: unprecedented polyketides with a 1,7-dioxadispiro[4.0.4.4]tetradecane core from the lichen Parmotrema tsavoense, Organic & Biomolecular Chemistry, 2018, 16 (32), 5913-5919. [86]. T.H. Duong, N.T. Trung, et al., A new diterpenoid from the leaves of Phyllanthus acidus, Nat Prod Res, 2020, 1-7. [87]. T.H. Duong, M.A. Beniddir, et al., Atypical Lindenane-Type Sesquiterpenes from Lindera myrrha, Molecules, 2020, 25 (8). [88]. A. Bava, M. Clericuzio, et al., Absolute Configuration of the Fungal Metabolite Spirolaxine, European Journal of Organic Chemistry, 2005, 2005, 2292-2296. [89]. G. Ding, S. Liu, et al., Antifungal metabolites from the plant endophytic fungus Pestalotiopsis foedan, J Nat Prod, 2008, 71 (4), 615-618. [90]. J. Li, L. Li, et al., Virgatolides A–C, Benzannulated Spiroketals from the Plant Endophytic Fungus Pestalotiopsis virgatula, Organic Letters, 2011, 13 (10), 2670- 2673. [91]. K. Sutthanut, B. Sripanidkulchai, et al., Simultaneous identification and quantitation of 11 flavonoid constituents in Kaempferia parviflora by gas chromatography, J Chromatogr A, 2007, 1143 (1-2), 227-233. 104 [92]. K.C. Kao, Y.L. Ho, et al., Flavone Glycosides from Strobilanthes Formosanus, Journal of the Chinese Chemical Society, 2004, 51. [93]. J.R.L.W. Timothy C R Prickett, Flavone compounds in male and female asparagus (Asparagus officinalis) plants, 1989, 47 (1), 53-60. [94]. K. Sookkongwaree, M. Geitmann, et al., Inhibition of viral proteases by Zingiberaceae extracts and flavones isolated from Kaempferia parviflora, Pharmazie, 2006, 61 (8), 717-721. [95]. J.R.G.d.S. Almeida, M. Sobral da Silva, et al., Chemical Constituents and Analgesic Activity of Conocliniopsis prasiifolia, Pharmaceutical Biology, 2006, 44 (1), 76-78. [96]. S.-H. Lee, B.-H. Moon, et al., Methyl Substitution Effects on 1H and 13C NMR Data of Methoxyflavones, Bulletin of the Korean Chemical Society, 2008, 29. [97]. A.R. Rosandy, L.b. Din, et al. Isolation and characterization of compounds from the stem bark of Uvaria rufa (Annonaceae) 2013. [98]. N.A. Ghani, N.A. Hamid, et al., Flavonoid constituents from the stem bark of Polyalthia cauliflora var. Cauliflora, Australian journal of basic and applied sciences, 2011, 5, 154-158. [99]. Y.-h. Zhang, T. Wang, et al., Studies on chemical constituents of Galeopsis bifida, Zhongguo Zhong yao za zhi = Zhongguo zhongyao zazhi = China journal of Chinese materia medica, 2002, 27, 206-208. [100]. B.-G. Kim, H.-j. Kim, et al., Synthesis of Ermanin, 5,7-Dihydroxy-3,4'- dimethoxyflavone from Kaempferol, 3,5,7,4'-Tetrahydroxyflavone with Two O- Methyltransferases Expressed in E. coli, Bulletin- Korean Chemical Society, 2006, 27, 357-358. [101]. D. Chauhan and J.S. Chauhan, Flavonoid Glycosides from Pongamia pinnata, Pharmaceutical Biology, 2002, 40 (3), 171-174. [102]. M. Ganbold, Y. Shimamoto, et al., Antifibrotic effect of methylated quercetin derivatives on TGFβ-induced hepatic stellate cells, Biochem Biophys Rep, 2019, 20, 1006-1078. [103]. M.A. Albalawi, Isolation of Rhamnocitrin Insecticide from Retamaraetam via Shephadex LH-20, IOSR Journal of Applied Chemistry, 2016, 09, 70-74. [104]. B. Cui, M. Nakamura, et al., Chemical Constituents of Astragali Semen, Chemical & Pharmaceutical Bulletin, 1993, 41 (1), 178-182. [105]. S. Subhadhirasakul, J. Bamrung, and M. Apai, Chemical constituents and antioxidative activity of the extract from Dyera costulata leaves, Songklanakarin Journal of Science and Technology, 2003, 25. [106]. Y. Goda, K. Hoshino, et al., Constituents in watercress: inhibitors of histamine release from RBL-2H3 cells induced by antigen stimulation, Biol Pharm Bull, 1999, 22 (12), 1319-1326. [107]. R. Guangxiang, J. Hou, et al., Synthesis of flavonol 3-O-glycoside by UGT78D1, Glycoconjugate journal, 2012, 29, 425-432. [108]. M.S.D. Fatemeh Ghavam-Haghi, Isolation and identification of Astragalin and 2- methoxy tyrosol from the bulbs of Allium paradoxum, Journal of Herbmed Pharmacology, 2017, 6 (3), 114-118. 105 [109]. Olubanke O. Ogunlana, Hye-Sook Kim, et al., Antiplasmodial flavonoid from young twigs and leaves of Caesalpinia bonduc (Linn) Roxb, Journal of Chemical and Pharmaceutical Research, 2015, 7 (1), 931-937. [110]. I. Atay, H. Kirmizibekmez, et al., Secondary metabolites from Sambucus ebulus, Turkish Journal of Chemistry, 2015, 39, 34-41. [111]. J.-E. Kinjo, J.-I. Furusawa, et al., Studies on the Constituents of Pueraria lobata, Isoflavonoids and Related Compounds in the Roots and the Voluble Stems, Chemical & Pharmaceutical Bulletin, 1987, 35 (12), 4846-4850. [112]. E. Hernández-García, A. García, et al., Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy Data of isolated compounds from Acacia farnesiana (L) Willd fruits and two esterified derivatives, Data in Brief, 2018, 22. [113]. M. Hoeneisen, J. Alarcón, et al., New caffeic acid esters from Plazia daphnoides, Z Naturforsch C J Biosci, 2003, 58 (1-2), 39-41. [114]. G. Oboh, O. Agunloye, et al., Caffeic and chlorogenic acids inhibit key enzymes linked to type 2 diabetes (in vitro): A comparative study, Journal of basic and clinical physiology and pharmacology, 2014, 26. [115]. M. Shibano, K. Kakutani, et al., Antioxidant constituents in the dayflower (Commelina communis L.) and their alpha glucosidase-inhibitory activity, Journal of Natural Medicines, 2008, 62, 349-353. [116]. J. Xiao, G. Kai, et al., Advance in dietary polyphenols as α-glucosidases inhibitors: a review on structure-activity relationship aspect, Crit Rev Food Sci Nutr, 2013, 53 (8), 818-836. [117]. D. Sohretoglu and S. Sari, Flavonoids as alpha-glucosidase inhibitors: mechanistic approaches merged with enzyme kinetics and molecular modelling, Phytochemistry Reviews, 2020, 19. DANH MỤC CÁC CÔNG TRÌNH ĐÃ CÔNG BỐ [1]. Tran Thi Ngoc Mai, Mai Dinh Tri, Nguyen Tan Phat, Phan Nhat Minh, Tran Cong Luan, Le Thi Tuyet Huong, Do Phuong Vy, Tran Nguyen Minh An, Flavonoids from the whole plant of Nervilia aragoana, Vietnam Journal of Chemistry, 2018, 56 (6E1), 250-254. [2]. Tran Thi Ngoc Mai, Do Phuong Vy, Nguyen Tan Phat, Phan Nhat Minh, Mai Dinh Tri, Tran Nguyen Minh An, Duong Thuc Huy, Tran Cong Luan, Four flavonols from the whole plant of Nervilia aragoana, Vietnam Journal of Chemistry, 2019, 57 (3), 375- 378. [3]. Trần Thị Ngọc Mai, Trịnh Kim Thảo, Đỗ Phương Vy, Trần Công Luận, Mai Đình Trị, Đánh giá hoạt tính sinh học của cây lan một lá - Nervilia aragoana thuộc họ lan Orchidaceae, Tạp chí phân tích Hóa, Lý và Sinh học, 2019, 24 (4A), 143-147. [4]. Thi-Ngoc-Mai Tran, Guillaume Bernadat, Dinh-Tri Mai, Van-Kieu Nguyen, Jirapast Sichaem, Tan-Phat Nguyen, Cong-Luan Tran, Phuong-Vy Do, Nguyen-Minh-An Tran, Huu-Hung Nguyen, Mehdi A. Beniddir, Thuc-Huy Duong, and Pierre Le Pogam, Nervisides I–J: Unconventional Side-Chain-Bearing Cycloartane Glycosides from Nervilia concolor, Molecules, 2019, 24 (14). [5]. Cong Luan Tran, Mai Dinh Tri, Nguyen Tien-Trung, Nhat-Minh Phan, Cam-Tu D. Phan, Thanh-Nha Tran, Thanh-Hung Do, Nguyen-Minh-An Tran, Thi-Ngoc-Mai Tran and Thuc-Huy Duong, Nervione, a new benzofuran derivative from Nervilia concolor, Natural Product Research, 2021, 1-7.