Luận án Nghiên cứu và ứng dụng vi khuẩn sử dụng hydrocarbon trong xử lý ô nhiễm dầu ven biển

Đồ Sơn luôn tồn tại VK SDHC, nên sau 28 ngày bị ô nhiễm dầu, quần xã VK SDHC nội tại đã phân huỷ được từ 39,2 đến 60,69% hàm lượng DO trong mô hình đối chứng. Trường hợp bổ sung chế phẩm, ngoài việc trực tiếp sử dụng hydrocarbon dầu mỏ, R. ruber TD2 đã 108 tạo CHHBMSH để kích thích sự phát triển quần xã VK SDHC nội tại phân huỷ hầu hết lượng dầu ô nhiễm. Kết quả phân tích hàm lượng các nhóm hydrocarbon, n-parafin và hydrocarbon thơm trong dầu DO trước và sau quá trình thử nghiệm cũng khẳng định rõ hiệu quả của quá trình xử lý. Trường hợp mô hình đối chứng, các mạch hydrocarbon no từ C12 - C35 trong dầu DO bị phân huỷ từ 26,6% (C35) đến 89,62% (C16). Trong khi ở mô hình thử nghiệm chế phẩm, các mạch hydrocarbon từ C12 - C35 đều bị phân huỷ 98,72 - 100% (Hình 3.34A). Đối với hydrocarbon thơm cũng thu được kết quả tương tự, ở mô hình đối chứng: vùng 1 (C12 - C16) và 5 (> C30) không bị phân huỷ, vùng 2 (C17 - C21), 3 (C22 - C25) và 4 (C26 - C30) bị phân huỷ lần lượt 40, 50 và 26,9%. Trong khi ở mô hình sử dụng chế phẩm, các mạch hydrocarbon thơm từ C12 - C34 cũng đều bị phân huỷ từ 98,72 đến 100% (Bảng 12 - phần phụ lục). Đối với mô hình xử lý DT: ở mô hình đối chứng, hàm lượng DT tổng số, hydrocarbon no, hydrocarbon thơm, nhựa và asphaltens lần lượt giảm 41,16; 43,08; 28,98 và 27,29% sau 28 ngày thử nghiệm. Trong khi mô hình thử nghiệm chế phẩm đều cho kết quả rất khả quan, hàm lượng DT tổng số bị phân hủy lên tới 99,39% (Hình 3.33B). Kết quả phân tích hàm lượng nhóm hydrocarbon, n-parafin và hydrocarbon thơm trong dầu cũng khẳng định hiệu quả của chế phẩm. Ở mô hình đối chứng, các mạch hydrocarbon no từ C12 đến C35 đều bị phân hủy từ 14,56 đến 76,03% (Hình 3.34B), hydrocarbon thơm bị phân hủy 21,2 - 52% (Bảng 12-phần phụ lục) sau 28 ngày thử nghiệm. Còn ở mô hình thử nghiệm chế phẩm, các phân đoạn hydrocarbon no, hydrocarbon thơm và napthene từ C11 đến C45 đều bị phân huỷ từ 98,07 đến 100% (Hình 3.34B). Như vậy, ở đợt thử nghiệm mùa đông, chế phẩm tạo bởi chủng R. ruber TD2 có hiệu quả cao trong xử lý ô nhiễm dầu ven biển Hải Phòng với 99,92 - 99,39% DO, DT tổng số và 98,07 - 100% hydrocarbon có trong dầu bị phân hủy. Cao hơn nhiều so với mô hình đối chứng chỉ phân hủy được 59,9 DO tổng số và 41,16% DT tổng số sau 28 ngày thử nghiệm. 109 Đối với đợt thử nghiệm mùa hè, kết quả trình bày trên mục 3.6.5.2 cho thấy, ở mô hình xử lý DO: hàm lượng DO tổng số, hydrocarbon no và hydrocarbon thơm lần lượt giảm 74,65; 75 và 65% sau 21 ngày thử nghiệm ở mô hình đối chứng. Còn ở mô hình bổ sung chế phẩm, hàm lượng DO tổng số đã giảm 99,93% sau 21 ngày thử nghiệm (Hình 3.39A). Theo đó, thành phần hydrocarbon trong DO (C12 - C35) và hydrocarbon thơm (từ vùng 1 đến vùng 5) ở mô hình đối chứng đều bị phân hủy lần lượt 20,86 - 83,99% và 24,77 - 75,09% (Hình 3.40A và Bảng 16-phần phụ lục). Còn trong mô hình sử dụng chế phẩm, các thành phần này đều bị phân hủy từ 98,35 đến 100% sau 21 ngày thử nghiệm (Hình 3.40A). Đối với qui trình xử lý DT: ở mô hình đối chứng, hàm lượng DT tổng số giảm 60,3%, hydrocarbon no giảm 65%, hydrocarbon thơm giảm 46%, nhựa và asphaltene giảm 27,29% sau 21 ngày thử nghiệm (Hình 3.39B). Trong khi ở mô hình bổ sung chế phẩm, hàm lượng DT tổng số và các nhóm hydrocarbon trong dầu (C10 - C45) đều giảm lần lượt 99,89 và 99,66 - 100% sau 21 ngày xử lý (Hình 3.39B và 3.40B). Như vậy, thử nghiệm chế phẩm tạo bởi chủng R. ruber TD2 trong đợt thử nghiệm mùa hè cho thấy hiệu quả xử lý nhanh hơn mùa đông với 99,89-99,93% DO và DT tổng số bị phân hủy chỉ sau 21 ngày xử lý. Trong khi VK SDHC nội tại trong mô hình ĐC chỉ phân hủy được 74,65 và 60,3% DO và DT tổng số. Shafeeq và cộng sự (1989) đã thử nghiệm CHHBMSH từ VK P. aeruginosa S8 để xử lý ô nhiễm dầu trong nước biển. Kết quả đạt được rất khả quan, khả năng phân huỷ các thành phần của DT gồm hexadecan, heptadecan, octadecan và nonadecan sau 28 ngày lần lượt là 47, 58, 73 và 60%. Một nghiên cứu của đại học Inha (Hàn Quốc) về thử nghiệm hiệu quả của CHHBMSH do nấm men sinh ra lên khả năng phân hủy hydrocarbon của DT trong đất. Sau 8 tuần thử nghiệm đã cho thấy hiệu quả phân hủy DT rất tốt với 89% hydrocarbon no và 72% hydrocarbon thơm bị phân hủy (Kang et al., 2009). Hiệu quả phân hủy dầu của chế phẩm Rhoder trong xử lý đất và nước nhiễm dầu khu vực Moscow và Siberia được Murygina và cộng sự (2000) công bố. Khi thử nghiệm Rhoder tại 100 m2 sông Chernaya và 5.000 m 2 hồ Vyngayakha cho thấy, chế phẩm phân hủy được hơn 99% dầu ô nhiễm với 110 hàm lượng ban đầu từ 0,4 đến 19,1 g/l. Chế phẩm cũng có hiệu quả cao trong xử lý 2.000 m 2 đất nhiễm dầu ở Urai với 94% hàm lượng dầu (10,5 g/l) bị phân hủy. Gần đây, Nga cũng vừa nghiên cứu thành công chế phẩm Dvouroil có khả năng phân hủy tốt DT và các sản phẩm dầu mỏ. Thành phần của chế phẩm là hỗn hợp các chủng Rhodococcus sp., Rhodococcus morius, Rhodococcus erythropolis, Pseudomonas stutzeri và Candida sp. Các thử nghiệm cho thấy, chế phẩm có khả năng loại bỏ 50% hydrocarbon dầu mỏ vào ngày thứ 3 và 100% vào ngày thứ 20 trong điều kiện thích hợp. Như vậy, chế phẩm tạo ra bởi chủng VK SDHC và tạo CHHBMSH R. ruber TD2 phân lập tại ven biển Việt Nam có hiệu quả xử lý ô nhiễm dầu không thua kém so với các chế phẩm được nghiên cứu và ứng dụng trên thế giới. Các kết quả phân tích biến động thành phần và số lượng các nhóm VSV cũng như hàm lượng tổng số và thành phần hydrocarbon trong dầu trong đợt thử nghiệm mùa đông và mùa hè đã chứng minh hiệu quả thực sự của chế phẩm trong quá trình xử lý DO và DT. Trong đó, kết quả đã khẳng định vai trò chủ chốt của R. ruber TD2 (thành phần của chế phẩm) trong việc phân hủy hydrocarbon dầu mỏ cũng như tạo CHHBMSH để kích thích khả năng phân hủy dầu của quần xã VSV nội tại. Từ đó làm giảm hàm lượng dầu trong các mô hình thử nghiệm. Kết quả cũng cho thấy một bức tranh tổng thể về đa dạng quần xã VSV cũng như chủng loại VSV đóng vai trò quan trọng trong quá trình phân hủy hydrocarbon dầu mỏ. Đây sẽ là tiền đề cho những ứng dụng tiếp theo của chế phẩm tạo bởi VK SDHC và tạo CHHBMSH R. ruber TD2 trong xử lý ô nhiễm dầu ven biển Việt Nam. 111 KẾT LUẬN 1. Tổng số 112 mẫu nước và trầm tích thu thập tại cảng, vịnh và ven biển Đồ Sơn, Cát Bà, Nghi Sơn, Quy Nhơn, Huế, Vũng Tàu, Bến Tre và Bình Thuận đều có sự xuất hiện của vi khuẩn sử dụng hydrocarbon với số lượng từ 1,1x102 đến 7,5x10 6 MPN/ml (g). Một trăm hai mươi tư chủng vi khuẩn sử dụng hydrocarbon phân lập được thuộc 27 loài, 16 chi và 3 ngành: Aeromonas, Acinetobacter, Burkholderia, Brevundimonas, Chryceomonas, Ochrobactrum, Enterobacter, Pseudomonas, Serratia, Morganella (ngành Proteobacteria); Rhodococcus, Janibacter (ngành Actinobacteria) và Bacillus, Leuconostoc, Lactobacillus, Paenibacillus (ngành Firmicutes). 2. Đã tuyển chọn được 3 chủng Acinetobacter soli H1, Acinetobacter calcoaceticus H3 và Rhodococcus ruber TD2 có khả năng tạo chất hoạt hóa bề mặt sinh học cao (E24 đạt 67,5±1,2 - 75±1%) và xác định được đặc điểm của chất hoạt hóa bề mặt sinh học, môi trường thích hợp cho khả năng tạo chất hoạt hóa bề mặt sinh học cũng như khả năng phân hủy dầu diesel và dầu thô của chúng. 3. Ở điều kiện môi trường tối ưu, chủng Rhodococcus ruber TD2 có khả năng tạo 30,04 g/l chất hoạt hóa bề mặt sinh học thô và phân hủy được 90,07 - 99,27% dầu diesel và dầu thô tổng số. Chất hoạt hóa bề mặt sinh học do Rhodococcus ruber TD2 tạo ra có hoạt tính nhũ hóa ổn định ở 4 - 121oC, pH 2 - 12, NaCl 0 - 10% và là hỗn hợp của acid béo C16H30O2 (Hexadecenoic acid) và C22H42O4 (Hexanedioic acid bis 2-ethylhexyl). 4. Đã tạo được chế phẩm sinh học từ chủng Rhodococcus ruber TD2 và ứng dụng chế phẩm này trong xử lý ô nhiễm dầu diesel và dầu thô tại ven biển Đồ Sơn, Hải Phòng. Chế phẩm có hiệu quả xử lý cao với hiệu suất phân hủy dầu đạt hơn 99% sau 28 ngày (đợt thử nghiệm mùa đông) và 21 ngày (đợt thử nghiệm mùa hè). 5. Bằng phương pháp truyền thống và Metagenomics, đã xác định được biến động về số lượng và chủng loại vi khuẩn sử dụng hydrocarbon chiếm ưu thế cũng như quần xã vi sinh vật tham gia vào quá trình xử lý ô nhiễm dầu ven biển. Quần xã vi sinh vật chiếm ưu thế trong quá trình xử lý thuộc các ngành Actinobacteria, Proteobacteria, Firmicutes và Bacteroidetes, trong đó, Rhodococcus ruber là loài đóng vai trò chủ chốt trong quá trình xử lý. 112 KIẾN NGHỊ 1. Xác định vai trò của các chủng vi khuẩn sử dụng hydrocarbon chiếm ưu thế trong quá trình phân hủy sinh học bằng các nghiên cứu về khả năng phân hủy hydrocarbon dầu mỏ của chúng. 2. Phân tích quần xã vi sinh vật bằng Metagenomics trong mô hình đối chứng để so sánh với quần xã vi sinh vật trong mô hình có bổ sung chế phẩm sinh học. 113 DANH MỤC CÁC CÔNG TRÌNH CÔNG BỐ 1. Vƣơng Thị Nga, Kiều Thị Quỳnh Hoa, Trần Đình Mấn, Lại Thúy Hiền (2015) Nghiên cứu quần thể vi sinh vật trong mô hình xử lý ô nhiễm dầu ven biển bằng phương pháp nuôi cấy và không nuôi cấy. 2. Vƣơng Thị Nga, Nguyễn Thị Yên, Kiều Thị Quỳnh Hoa, Lại Thúy Hiền (2014) Tối ưu hóa môi trường tạo chất hoạt hóa bề mặt sinh học của chủng Rhodococcus ruber TD2 bằng phương pháp bề mặt đáp ứng (chấp nhận đăng). 3. Vƣơng Thị Nga, Kiều Thị Quỳnh Hoa, Trần Đình Mấn, Lại Thúy Hiền (2014) Khả năng tạo chất hoạt hóa bề mặt sinh học và phân hủy dầu thô mỏ Bạch Hổ của hai chủng vi khuẩn Acinetobacter sp. H1 và H3 phân lập từ ven biển Việt Nam. 4. Vƣơng Thị Nga, Nguyễn Thị Yên, Kiều Thị Quỳnh Hoa, Lại Thúy Hiền (2014) Hiệu quả xử lý ô nhiễm dầu ven biển bằng chế phẩm chất hoạt hóa bề mặt sinh học được tổng hợp bởi vi sinh vật biển. 5. Vƣơng Thị Nga, Lại Thúy Hiền, Kiều Thị Quỳnh Hoa (2013) Ảnh hưởng một số yếu tố tới khả năng tạo chất hoạt hóa bề mặt sinh học của chủng Acinetobacter calcoaceticus H3 phân lập từ ven biển Việt Nam. 6. Lại Thúy Hiền, Nguyễn Thị Yên, Vƣơng Thị Nga (2013) Vi khuẩn tạo chất hoạt hóa bề mặt sinh học Rhodococcus ruber TD2 phân lập từ nước ô nhiễm dầu ven biển Vũng Tàu. 7. Lại Thúy Hiền, Nguyễn Thị Thu Huyền, Đỗ Thu Phương, Phạm Thị Hằng, Kiều Thị Quỳnh Hoa, Vƣơng Thị Nga, Nguyễn Thị Yên, Hoàng Văn Thắng, Trần Đình Mấn (2011) Nghiên cứu đa dạng vi khuẩn biển tạo chất hoạt hóa bề mặt sinh học nhằm ứng dụng trong công nghiệp và xử lý ô nhiễm môi trường. 8. Vƣơng Thị Nga, Nguyễn Thị Thanh, Hoàng Văn Thắng, Chu Văn Thuộc, Lại Thúy Hiền (2010) Nghiên cứu biến động quần thể vi sinh vật trong mô hình xử lý ô nhiễm dầu ven biển. 9. Lại Thúy Hiền, Nguyễn Thị Thu Huyền, Đỗ Thu Phương, Phạm Thị Hằng, Vƣơng Thị Nga, Lê Thị Nhi Công, Nguyễn Thị Yên, Nguyễn Bá Tú, Hoàng Văn Thắng (2010) Nghiên cứu tạo chất hoạt hóa bề mặt sinh học từ vi sinh vật biển nhằm ứng dụng trong các ngành công nghiệp và xử lý ô nhiễm môi trường. 10. Lại Thúy Hiền, Trần Đình Mấn, Nguyễn Thị Yên, Nguyễn Bá Tú, Vƣơng Thị Nga, Phạm Thị Hằng, Nguyễn Thị Thu Huyền, Lê Thị Nhi Công, Đỗ Thu Phương (2013) Bằng Độc quyền Giải pháp Hữu ích số 1028. Tên sáng chế “Quy trình sản xuất chế phẩm sinh học để xử lý ô nhiễm dầu ở các vùng biển”. Cấp theo Quyết định số 28/QĐ-SHTT ngày 02/01/2013. Cục Sở hữu trí tuệ, Bộ Khoa học và Công nghệ. 114 TÀI LIỆU THAM KHẢO * Tiếng Việt 1. Cao Thị Thu Trang, Vũ Thị Lựu (2011) Tình hình ô nhiễm dầu trong nước dải ven bờ. Tạp chí Khoa học và Công nghệ Biển 2: 49-65. 2. Cục Hàng hải Việt Nam (2010) Dự thảo báo cáo “Tình hình tác động môi trường lĩnh vực hàng hải giai đoạn 2006-2010 và xây dựng kế hoạch giảm thiểu ô nhiễm giai đoạn 2011-2020” 3. Cung Thị Ngọc Mai, Lê Thị Nhi Công, Nghiêm Ngọc Minh (2013) Khả năng phân hủy các hợp chất hydrocarbon có trong dầu diesel bởi màng sinh học của chủng Rhodococcus sp. BN5 phân lập từ nước thải của bể chứa kho xăng dầu Đỗ Xá, Thường Tín, Hà Nội. Hội nghị Công nghệ sinh học toàn quốc 2: 355-359. 4. Đỗ Công Thung, Nguyễn Đăng Ngải, Lê Thị Thúy (2011) Kết quả đánh giá tác động của sự cố tràn dầu đến tài nguyên và môi trường biển tỉnh Bà Rịa Vũng Tàu năm 2008. Tạp chí Khoa học và Công nghệ Biển 2: 23-34. 5. Lại Thúy Hiền (2011) Giáo trình sau đại học-Vi sinh dầu mỏ. Nxb Khoa học tự nhiên và Công nghệ. 6. Lại Thúy Hiền, Đỗ Thu Phương, Hoàng Hải, Phạm Thị Hằng, Lê Phi Nga, Lê Thị Nhi Công, Kiều Hữu Ảnh (2003) Chọn chủng vi sinh vật tạo chất hoạt động bề mặt sinh học cao ứng dụng trong công nghiệp dầu khí và xử lý môi trường. Tạp chí Công nghệ sinh học 1(1): 119-129. 7. Lại Thuý Hiền, Dương Văn Thắng, Trần Cẩm Vân, Doãn Thái Hoà (2003) Vi khuẩn tạo CHHBMSH phân lập từ biển Nha Trang. Tạp chí Sinh học 25(4): 53- 61. 8. Nguyễn Quốc Việt, Nguyễn Bá Hữu, Đặng Thị Cẩm Hà (2003) Phân loại và nghiên cứu khả năng tạo chất hoạt động bề mặt sinh học của chủng KC3-2 được phân lập từ hệ thống xử lý nước thải nhiễm dầu. Tạp chí Công nghệ sinh học 1(4): 519-528. 9. Nguyễn Quốc Việt, Nguyễn Bá Hữu, Đặng Thị Cẩm Hà (2004) Khả năng tạo CHHBMSH của chủng vi khuẩn KC31. Tạp chí Công nghệ Sinh học 2(4): 501- 504. 10. Nguyễn Thị Sánh, Nguyễn Phương Linh, Nghiêm Ngọc Minh, Đặng Thị Cẩm Hà (2005) Phân loại và nghiên cứu một số yếu tố ảnh hưởng tới khả năng tạo CHHBMSH của chủng BT1 được phân lập từ bãi tắm Hạ Long. Tạp chí Công nghệ Sinh học 3(4): 517-528. 11. Nguyễn Thị Yên, Hoàng Văn Thắng, Đinh Thị Ngọc Mai, Trần Đình Mấn, Lại Thuý Hiền (2008) Đặc điểm sinh học và khả năng tạo CHHBMSH của vi khuẩn 115 Acinetobacter phân lập từ ven biển Nghi Sơn và Quảng Nam. Tạp chí Công nghệ Sinh học 6(4A): 819-827. 12. Trần Đình Mấn, Nguyễn Đình Việt, Lại Thúy Hiền, Doãn Thái Hòa Trịnh Thanh Phương (2003) Tối ưu hóa điều kiện nuôi cấy chủng vi khuẩn Pseudomonas sp. ASB tạo chất hoạt động bề mặt. Báo cáo Khoa học Hội nghị Công nghệ sinh học Toàn quốc: 106-109. * Tiếng Anh 1. Almeida CMR, Reis I, Couto MN, Bordalo AA, Mucha AP (2013) Potential of the microbial community present in an unimpacted beach sediment to remediate petroleum hydrocarbons. Environ Sci Pollut Res 20: 3176–3184. 2. Al-Saleh E, Drobiova H, Obuekwe C (2009) Predominant culturable crude oil- degrading bacteria in the coast of Kuwait. Inter Biodeterioration Biodegradation 63(4): 400-406. 3. Al-Turki AI (2009) Microbial Polycyclic Aromatic Hydrocarbons Degradation in Soil. Res J Environ Toxicol 3(1): 1-8. 4. Al-Wasify RS and Hamed SR (2014) Bacterial biodegradation of crude oil using local isolates. Inter J Bacteriology. Doi.org/10.1155/2014/863272. 5. Anthony IO (2006) Biodegradation alternative in the cleanup of petroleum hydrocarbon pollutants. Biotechnol Molecular Biology Review 1(2): 38-50. 6. Atlas R and Bragg J (2009) Bioremediation of marine oil spills: when and when not - the Exxon Valdez experience. Microbiol Biotechnol 2(2): 213-221. 7. Atlas RM (1981) Microbial degradation of petroleum hydrocarbons: an environmental perspective. Microbiol Reviews: 180-209. 8. Atlas RM, Bartha R (1998) Fundamentals and Applications. In: Microbial Ecology. 4 th edition. Benjamin/cummings Publishing Company, Inc California USD: 523-530. 9. Atlas RM, Hazen TC (2011) Oil Biodegradation and Bioremediation: A Tale of the Two Worst Spills in U.S. Environ Sci Technol 45(16): 6709-6715. 10. Auger RL, Jacobson AM, Domach MM (1995) Effect of nonionic surfactant addition on bacterial metabolism of naphthalene: Assessment of toxicity and overflow metabolism potential. J Hazard Mater 43: 263-272. 11. Banat IM, Franzetti A, Gandolfi I, Bestetti G, Martinotti MG, Fracchia L, Smyth TJ, Marchant R (2010) Microbial biosurfactants production, applications and future potential. Appl Microbiol Biotechnol 87(2): 427-444. 12. Bao M, Pi Y, Wang L, Sun P, Li Y, Cao L (2014) Lipopeptide biosurfactant production bacteria Acinetobacter sp., D3-2 and its biodegradation of crude oil. Environ Scien Process Impacts 16(4): 897-903. 116 13. Bernard O and Michel M (2005) Petroleum Microbiology. ASM Press, American Soci Microbiol, Washington, DC. 14. Boronin AM, Kosheleva IA (2010) Diversity of naphthalene biodegradation systems in soil bacteria. Hanbook of hydrocarbon and lipid Microbiology:1155- 1163. 15. Bragg JR, Prince RC, Harner EJ and Atlas RM (1994) Effectiveness of bioremediation for the Exxon-Valdez oil-spill. Nature 368: 413-418. 16. Byungsoo K, Jiyeon K (2013) Optimization of culture conditions for the production of biosurfactant by Bacillus subtilis JK-1 using response surface methodology. J Korean Soci Appl Biological Chem 56(3): 279-287 17. Cappello S, Santisi S, Calogero R, Hassanshahian M, Yakimov MM (2012) Characterisation of oil-degrading bacteria isolated from bilge water. Water Air Soil Pollut 223: 3219-3226. 18. Cao J, Xu Z, Li LZ and Shen B (2009) Biosurfactant-producing petroleum- degrader-Acinetobacter BHSN. J Ecology Rural Environ. 25(1): 73-78 19. Carrillo PG, Mardaraz C, Pitta-Alvarez SI, Giulietti (1996) Isolation and selection of biosurfactant-producing bacteria. World J Microbiol Biotechnol 12: 82-84. 20. Chen J, Huang PT, Zhang KY, Ding FR (2012) Isolation of biosurfactant producers, optimization and properties of biosurfactant produced by Acinetobacter sp. from petroleum-contaminated soil. J Appl Microbiol 112(4): 660-71. 21. Chenggang Z, Li Y, Lixin H, Jianlong X, Zhiyong H (2012) Investigation of a hydrocarbon-degrading strain, Rhodococcus ruber Z25, for the potential of microbial enhanced oil recovery. J Petroleum Sci Eng 81: 49-56. 22. Chikere CB, Okpokwasili GC and Chikere BO (2009) Bacterial diversity in a tropical crude oil-polluted soil undergoing bioremediation. African J Biotechnol 8(11): 2535-2540. 23. Chikere CB, Okpokwasili GC, Chikere BO (2011) Monitoring of microbial hydrocarbon remediation in the soil. Biotech 1: 117-138. 24. Dahalan FA, Yunus I, Johari WL, Shukor MY, Halmi MIE, Shamaan NA, Syed MA (2014) Growth kinetics of a diesel-degrading strain from petroleum- contaminated soil. J Environ Biology 35(2): 399-460. 25. Darvishi P, Ayatollahi S, Mowla D, Niazi Ali (2011) Biosurfactant production under extreme environmental by an efficient microbial consortium ERCPPI-2. Colloids Surf B Biointerfaces, DOI:10.1016/j.colsurfb.2011.01.011. 117 26. Das R, Kazy SK (2014) Microbial diversity, community composition and metabolic potential in hydrocarbon contaminated oily sludge: prospects for in situ bioremediation. Environ Sci Pollut Res 21:7369-7389. 27. Desai JD and Banat IM (1997) Microbial Production of Surfactants and their commercial potential. Microbiol Molecur Biology Reviews: 47-64. 28. Erum S, Faiza A, Uzma B, Jameela A, Samina I (2013) Classification and industrial applications of biosurfactants. Nat App Sci 4(3): 243-252. 29. Franzetti A, Gandolfi I, Bestetti G, Smyth TJ, Banat IM (2010) Production and applications of trehalose lipid biosufactants. Eur J Lipid Sci Tech 112: 617-627. 30. Fuchs G, Boll M and Heider J (2011) Microbial degradation of aromatic compounds - from one strategy to four. Microbiol 9: 803-816. 31. Fuentes S, Mendez V, Aguila P, Seeger M (2014) Bioremediation petroleum hydrocarbons: catabolic genes, microbial communities, and application. Appl Microbiol Biotechnol 98: 4781-4794. 32. Gallego S, Vila J, Tauler M, Nieto JM, Breugemans P, Springael D, Grifoll M (2014) Community structure and PAH ring-hydroxylating dioxygenase genes of a marine pyrene-degrading microbial consortium. Biodegradation 25(4): 543- 556. 33. Gao Y, Guo S, Wang J, Li D, Wang H, Zeng DH (2014) Effects of different remediation treatments on crude oil contaminated saline soil. Chemosphere 117: 486-493. 34. Garrity GM (2001) Bergey’s manual of systematic bacteriology. 2nd edition. 35. Gerdes B, Brinkmeyer R, Dieckmann G, Helmke E (2005) Influence of crude oil on changes of bacterial communities in Arctic sea-ice. Microbiol Ecology 53: 129-139. 36. Gutnick DL, Goldman S, Shabtai Y, Rubinovitz C, Rosenberg E (1982) Emulsan in Acinetobacter calcoaceticus, RAG-1. Appl Environ Microbiol 44: 165-170. 37. Gonzalez DKO, Zaragoza D, Garrido J, Ramirez-Saad H, Hernandez-Rodriguez C, Jan-Roblero J (2013) Degradation of benzene, toluene and xylene isomers by a bacterial consortium obtained from rhizosphere soil of Cyperus sp. Grown in a petroleum-contaminated area. Folia Microbiol 58: 569-6577. 38. Goyal AK, Zylstra GJ (1997) Genetics of naphthalene and phenanthrene degradation by Comamonas testosteroni. J Ind Microbiol Biotechnol 19: 401- 407. 39. Graziela JP, Elisa MPC, Edelvio BG, Neu PJ (2010) Biosurfactant production by Rhodococcus erythropolis and its application to oil removal. Brazil J Microbiol 41: 685-693. 118 40. Habib A, Hakimeh S, Leila A, Atefe B, Hossein SZ, Kambiz AN (2013) Response surface optimization of biosurfactant produced by Pseudomonas aeruginosa MAO1 isolated from spoiled apples. Preparative Biochem Biotechnol 43(4): 398-414. 41. Hamzah A, Saturani N and Radiman S (2013) Screening and optimization of biosurfactant production by the hydrocarbon-degrading bacteria. Sains Malaysiana 42(5): 615-623. 42. Hang PT, Hien LT (2010) Study on Dietzia sp.A343.4, a new strain was detected from Jet A1, and its influence to aviation fuel qualities. J Biotechnol 8(3A): 853-863. 43. Harvey S (2010) California’s legendary oil spill. Los Angeles Times, 44. Hassanshahian M, Emtiazi G, Cappello S (2012) Isolation and characterization of crude-oil-degrading bacteria from th Persian Gulf and the Caspian Sea. Marine Pollut Bulletin 64: 7-12 45. Head IM, Jones DM (2006) Marine microorganisms make a meal of oil. Nat Rev Microbiol 4(3): 173–82. 46. Hien LT, Man TD, Nga DP, Thuy PT, Hy LG, Phuong DT, Hai H (2001) First successful application of microbial enhancement of oil recovery in Vietnam. Advances in Nat Sci 2(1): 103-108. 47. Hien LT, Phuong DT, Thuy PT, Nga DP, Hai H, Hang PT, Pham TM, Tateda M (2002) Field test on cleaning of oil pollution by microorganism on Nhatrang beach of Vietnam. Scientific Conference Bien Dong 2002: 103-104. 48. Huang L, Xie J, Lv B, Shi X, Li G, Liang F, Lian J (2013) Optimization of nutrient component for diesel oil degradation by Acinetobacter beijerinckii ZRS. Marine Pollut Bulletin 76: 325-332. 49. Huy NQ, Jin S, Amada K, Haruki M, Huu NB, Hang DT, Ha DT, Imanaka T, Morikawa M, Kanaya S (1999) Characterization of petroleum-degrading bacteria from oil-contaminated sites in Vietnam. J Biosci Bioeng 88(1): 100- 102. 50. Jan BB, Enrico GF (2007) Alkane hydroxylases involved in microbial alkane degradation. Appl Microbiol Biotechnol 74: 13-21. 51. Joel EK, Om P, Will AO, Stefan JG, Gina F, Andy C, Jonathan D, Nikita N, Terry CH and Markus H (2011) Hydrocarbon-Degrading bacteria and the bacterial community response in Gulf of Mexico beach sands impacted by the Deepwater Horizon oil spill. Appl Environ Microbiol 77 (22): 7962-7974. 52. Jonathan D, Van H, Ajay S and Owen PW (2003) Recent Advances in Petroleum Microbiology. Microbiol Molecul Biology Reviews: 503–549. 119 53. Jonathan WCW, Zhenyong Z and Guanyu Z (2010) Biosurfactants from Acinetobacter calcoaceticus BU30 enhance the bioavailability and biodegradation of polycyclic aromatic hydrocarbons. Proceed Annual Inter Confer on Soil, Sediments, Water and Energy 15(5): 36-51 54. Jong-Su S, Young-Soo K, Qing XL (2009) Bacterial degradation of aromatic compounds. A review Int J Environ Public Health 6(1): 278-309. 55. Joseph GL and Rita RC (1990) Microbial degradation of hydrocarbons in the Environment. American Society Microbiol: 305-315. 56. Kaloorari N and Sabet MS (2013) Biosurfactants: properties and application. J Biology and today’s world 2(5): 235-241. 57. Kang SW, Kim YB, Shin JD, Kim EK (2009) Enhanced biodegradation of hydrocarbons in soil by microbial biosurfactant, sophorolipit. Appl Biochem Biotechnol 160: 789-90. 58. Karaca A (2014) Dertermination of petroleum-degrading bacteria isolated from crude oil-contaminated soil in Turkey. Scientific Journals 11 (21): 4853-4859. 59. Karpenko EV, Martishin RI, Shcheglova NS, Pirog TP, Voloshina IN (2006) The prospects of using bacteria of the genus Rhodococcus and microbial surfactants for the degradation of oil pollutants. Mikrobiol 42 (2): 175-179. 60. Kniemeyer O, Fischer T, Wilkes H, Oliver F and Widdel F (2003) Anaerobic Degradation of Ethylbenzene by a New Type of Marine Sulfate-Reducing Bacterium. Environ Microbiol 69 (2): 760-768. 61. Koo H, Mojib N, Thacker RW, Bej AK (2014) Comparative analysis of bacterial community-metagenomics in coastak Gulf of Mexico sediment microcosms following exposure to Macondo oil (MC252). Antonie Van Leuwenhoek 106(5): 993-1009. 62. Kostka JE, Prakash O, Overholt WA, Green SJ, Freyer G, Canion A, Delgardio J, Norton N, Hazen TC and Huettel M (2011) Hydrocarbon-degrading bacteria and the bacterial community response in gulf of Mexico beach sands impacted by the Deepwater Horizon oil spill. Appl Environ Microbiol: 7962-7974. 63. Kumari B, Singh SN, Singh DP (2012) Characterization of two biosurfactant producing strains in crude oil degradation. Process Biochemistry 47(12): 2463- 2471 64. Kuyukina MS and Ivshina IB (2010) Application of Rhodococcus in bioremediation of contaminated environments. Biology of Rhodococcus, Microbiol Monographs 16: 231-255. 65. Kuyukina MS and Ivshina IB (2010) Rhodococcus biosurfactants: biosynthesis, properties, and potential application. Biology of Rhodococcus Microbiol Monographs 16, DOI 10.1007/978-3-642-12937-7-11. 120 66. Labana S, Kapur M, Malik DK, Prakash D, Jain RK (2007) Diversity, Biodegradation and Bioremediation of Polycyclic Aromatic Hydrocarbons. Environ Bioremediation Technol: 409-443 67. Lal B, Khanna S (1996) Degradation of crude oil by Acinetobacter calcoaceticus and Alcaligenes odorans. J Appl Bacteriol 81(4): 355-62. 68. Lee M, Woo SG and Ten LN (2012) Characterization of novel diesel-degrading strains Acinetobacter haemolyticus MJ01 and Acinetobacter johnsonii MJ4 isolated from oil-contaminated soil. World J Microbiol Biotechnol 28(5): 2057- 2067. 69. Li C, Zhou ZX, Jia XQ, Chen Y, Liu J, Wen JP (2013) Biodegradation of crude oil by a newly isolated strain Rhodococcus sp. JZX-01. Appl Biochem Biotechnol 171(7): 1715-25 70. Lindstrom JE, Prince RC, Clark JC, Grossman MJ, Yeager TR, Braddock JF, Brown EJ (1991) Microbial Populations and Hydrocarbon Biodegradation Potentials in Fertilized Shoreline Sediments Affected by the T/V Exxon Valdez Oil Spill. Appl Environ Microbiol: 2514-2522 71. Liu H, Yao J, Yuan Z, Shang Y, Chen H, Wang F, Masakorala K, Yu C, Cai M, Blake RE, Choi MMF (2014) Isolation and characterization of crude-oil- degrading bacteria from oil-water mixture in Dagang oilfield, China, Inter Biodeterioration Biodegradation 87: 52-59. 72. Luo Q, Zhang JG, Shen XR, Fan ZQ, He Y, Hou DY (2013) Isolation and charaterization of marine diesel oil-degrading Acinetobacter sp. Strain Y2. Ann Microbiol 63, 633-640. 73. Magdalena PP, Grazyna AP, Zofia PS (2011) Environmental applications of biosurfactants: Recent Advances. Inter J Molecul Sci 12: 633-654. 74. Mamaeva EV, Suslova MY, Pogodaeva TV, Parfenova VV, Zemskaya TI (2014) Microbial uncultured community of bottom sediments from the bays of Gydan and Yenisei of the Kara Sea. Oceanology 54(3): 308-318. 75. Maneerat S (2005) Biosurfactants from marine microorganisms. J Sci Technol 27(6): 1263-1272 76. Maruyama A, Tsukuba-shi, Higashihara T, IshiWata H, Fujita H (2006) Novel 16S rRNA gene data and probes useful for detecting and quantitating microorganism from natural environment. Patent Application Publication. 11/350,796: 11. 77. Matvyeyera OL, Vasylchenko OA, Alivera OR (2014) Microbial biosurfactants role in oil products biodegradation. Inter J Environ 2(2): 69-74. 78. McInerney MJ, Javaheri M and Nagle DP (1990) Properties of the biosurfactant produced by Bacillus liqueniformis strain JF-2. J Microbiol Biotechnol 5: 95- 102. 79. Milton B (2011) Petroleum crude oil. www.eoearth.org 121 80. Morikawa M, Hirata Y, Imanaka T (2000) A study on the structure function relationship of lipopeptide biosurfactants. Biochim Biophys Acta. 1488(3): 211- 218. 81. Moumita PP, Bhalchandra KV, Kiran MD, Renuka MJ, Sanjay NN, Bhaskar DK (2009) Media optimization for biosurfactant production by Rhodococcus erythropolis MTCC 2794: artificial intelligence versus a statistical approach. J Ind Microbiol Biotechnol 36: 747-756. 82. Mrassi AG, Bensalah F, Gury J, Duran R (2015) Isolation and characterization of different bacterial strains for bioremediation of n-alkanes and polycyclic aromatic hydrocarbons. Environ Sci Pollut Res, DOI 10.1007/s11356-015-4343- 8. 83. Mrozik A, Piotrowska-sege Z, Labuzek S (2003) Bacterial Degradation and Bioremediation of Polycyclic Aromatic Hydrocarbons. Pol J Environ Stud 12(1): 15-25. 84. Mukred AM, Hamid AA, Hamzah A and Yusoff MW (2008) Growth enhancement of effective microorganisms for bioremediation of crude oil contamonated waters. Biological Sci 11(13): 1708-1712. 85. Mundi I (2010) World crude oil consumption by year, 86. Murygina V, Arinbasarov M, Kalyuzhnyi S (2000) Bioremediation of oil polluted aquatic systems and soils with novel preparation `Rhoder'. Biodegradation 11(6): 385-389. 87. Mutalik SR, Vaidya BK, Joshi RM, Desai KM, Nene SN (2008) Use of response surface optimization for the production of biosurfactant from Rhodococcus spp. MTCC 2574. Bioresour Technol 99(16): 7875-7880. 88. Muthusamy K, Gopalakrishnan S, Ravi TK. Sivachidambaram P (2008) Biosurfactants: properties, commercial production and application-Review. Curr Sci 94(6): 736-747. 89. Nga LP, Nga TT, Thu NM, Kawasaki H (2007) Diesel oil utilizing-biosurfactant producing bacterial isolated and characteristics of produced biosurfactants toward bioremendiation application. Inter 7 th General Seminar of CUP on Environ Sci and Technol: 33-40. 90. Nilanjana D and Preethy C (2011) Microbial degradation of Petroleum shydrocarbon contaminants: an overview. Biotech Research Inter, DOI 10.4061/2011/941810. 91. Nitschke M and Pastore GM (2006) Production and properties of a surfactant obtained from Bacillus subtilis grown on cassava wastewater. Bioresource Technol 97: 336-34 122 92. OSAT (2010) Summary report for sub-sea and sub-surface oil and dispersant detection: sampling and monitoring. Operational Sci Advisory Team (multiagency), Washington, DC. 93. Pacheco GJ, Ciapina EMP, Gomes EB, Junior NP (2010) Biosurfactant production by Rhodococcus erythropolis and its application to oil removal. Brazilian J Microbiol 41: 685-693. 94. Pruthi V, Cameotra SS (1995) Rapid method for monitoring maximum biosurfactant production obtained by acetone precipitation. Biotechnol Lett 9(4): 271-276. 95. Quatrini P, Scaglione G, De Pasquale C, Riela S, Puglia AM (2008) Isolation of Gram-positive n-alkane degraders from a hydrocarbon-contaminated Mediterranean shoreline. J Appl Microbiol 104: 251-259. 96. Rhamnolipids, sophorolipids and other glycolipid biosurfactants, Structures, occurence and biology. Lipidlibrary.aocs.org. 97. Robert AK, Shigeaki H (2000) Biodegradation of High-Molecular-Weight Polycyclic Aromatic Hydrocarbons by Bacteria. J Bacteriol 182(8): 2059-2067. 98. Rojo F (2009) Degradation of alkanes by bacteria. Environ Microbiol 11: 2477- 2490. 99. Ron ZE and Rosenberg E (2002) Biosurfactants and oil bioremediation. Curr Opinion Biotech 13: 249-252. 100. Sakalle K, Rajkumar S (2008) Isolation of crude oil degrading marine bacteria and assessment for biosurfactant production. The Internet Journal of Microbiology 7(2): 1-7. 101. Sei K, Sugimoto Y, Mori K, Maki H, Kohno T (2003) Monitoring of alkane- degrading bacteria in a sea-water microcosm during crude oil degradation by polymerase chain reaction based on alkane-catabolic genes. Environ Microbiol 5: 517-522. 102. Shafeeq M, Kikub D, Khalid ZM, Malik KA (1989) Degradation of different hydrocarbons and production of biosurfactant by Pseudomonas aeruginosa isolated from coastal water. J Biotechnol 5: 505-510. 103. Shavandi M, Mohebali G, Haddadi A, Shakarami H (2011) Emulsification potential of a newly isolated biosurfactant-producing bacterium, Rhodococcus sp. strain TA6. Colloids and Surfaces B Biointerfaces 82: 477-482. 104. Singh SN, Kumari B, Mishra S (2012) Microbial Degradation of Alkane. Environ Sci Eng: 439-469. 105. Souza EC, Penna TC, Ricardo PSO (2014) Biosurfactant-enhanced hydrocarbon bioremediation: An overview. Inter Biodeterioration and Biodegradation 89: 88-94. 123 106. Suja F, Rahim F, Taha MR, Hambali N, Razali MR, Khalid A, Hamzah A (2014) Effects of local microbial bioaugmentation and biostimulation on the bioremediation of total petroleum hydrocarbons (TPH) in crude oil contaminated soil based on laboratory and field observations. Inter Biodeterioration & Biodegradation: 115-122. 107. Sun JQ, Xu L, Zhang Z, Li Y, Tang YQ, Wu XL (2014) Diverse bacteria isolated from microtherm oil-production water. Antonie van Lecuwenhoek 105: 401-411. 108. Szulc A, Ambrożewicz D, Sydow M, Lawniczak L, Piotrowska CA, Marecik R, Chrzanowski L (2014) The influence of bioaugmentation and biosurfactant addition on bioremediation efficiency of diesel-oil contaminated soil: feasibility during field studies. J Environ Manage 132: 121-128. 109. Takei D, Washio K, Morikawa M (2008) Identification of alkane hydroxylase genes in Rhodococcus sp. strain TMP2 that degrades a branched alkane. Biotechnol Lett 30: 1447-1452. 110. Teramoto M and Haravama S (2011) Potential for petroleum aliphatic hydrocarbon degradation of the key bacteria in temperate seas. Marine Environ: 157-166. 111. Thompson IP, Gast CJ, Ciric L, Singer AC (2005) Bioaugmentation for bioremediation: the challenge of strain selection. Environ Microbiol 7: 909-915. 112. Tomas-Gallardo L, Gomez-Alvarez H, Santero E and Floriano B (2014) Combination of degradation pathways for naphthalene utilization in Rhodococcus sp. strain TFB. Microb Biotechnol 7(2): 100-113. 113. Van Beilen JB, Funhoff EG (2007) Alkane hydroxylases involved in microbial alkane degradation. Appl Microbiol Biotechnol 74: 13-21. 114. Van Beilen LB, Smits TH, Whyte LG, Schorcht S, Rothlisberger M, Plaggermeier T, Engesser KH, Witholt B (2002) Alkane hydroxylase homologues in Gram-positive strains. Environ Microbiol 4: 676-682. 115. Walker T (1973) Hydrocarbon microbiology. The biological efficiency of protein production. Cambridge University Press, London NW1 2DB: 317-323. 116. Wang L, Wang W, Shao Z (2010) Gene diversity of CYP153A and AlkB alkane hydroxylases in oil-degrading bacteria isolated from the Atlantic Ocean. Environ Microbiol 12(5): 1230-1242. 117. Wang Q, Zhang S, Li Y, Klassen W (2011) Potential Approaches to Improving Biodegradation of Hydrocarbons for Bioremediation of Crude Oil Pollution. J Environ Protect 2: 47-55. 118. Wanpeng W, Liping W, Zongze S (2010) Diversity and Abundance of Oil- Degrading Bacteria and Alkane Hydroxylase (alkB) Genes in the Subtropical Seawater of Xiamen Island. Microbial Ecology 60(2): 429-39. 124 119. Xu P, Ma W, Han S, Jia S, Hou B (2014) Isolation of a naphthalene- degrading strain from activated sludge and bioaugmentation with it in a MBR treating coal gasification wastewater. Bull Environ Contam Toxicol, DOI 10.1007/s00128-014-1366-7. 120. Yakimov MM, Fredrickson HL, Timmis KN (1996). Effect of heterogeneity of hydrophobic moieties on surface activity of lichenysin A, a lipopeptide biosurfactant from Bacillus licheniformis BAS50. Biotechnol Appl Biochem 23: 13-8. 121. Yakimov MM, Timmis KN and Golyshin PN (2007) Obligate Oil-Degrading Marine Bacteria. Cur Opinion Biotechnol 18(3): 257-266. 122. Yuan H, Yao J, Masakarala K, Wang F, Cai M, Yu C (2014) Isolation and characterization of a newly isolated pyrene-degrading Acinetobacter strain USTB-X. Environ Sci Pollut Research 21: 2724-2732. 123. Yuqiang X, Michel CB (2010) Lessons from the Exxon Valdez oil spill disaster in Alaska. Disaster Advances 3(4): 270-273. 124. Zheng C, Li S, Yu L, Huang L, Wu Q (2009) Study of the biosurfactant- producing profile in a newly isolated Rhodococcus ruber strain. Annals of Microbiol 59 (4): 771-776. 125. Zheng C, Luo Z, Yu L, Huang L, Bai X (2011) The utilization of lipid waste for biosurfactant production and its application in enhancing oil recovery. Petroleum Sci Technol 29(3): 282-289. 126. Zhong Q, Zhang H, Bai W, Li M, Li B, Qiu X (2007) Degradation of aromatic compounds and degradative pathway of 4-nitrocatechol by Ochrobactrum sp. B2. J Environmental Science Health 42(14): 2111- 2116. 127. Zhu X, Venosa AD, Suidan MT and Lee K (2001) Guidelines for the Bioremediation of Marine Shorelines and Freshwater Wetlands. United State Environmental Protection Agency Contract, 68-C-00-159. 128. Zou C, Wang M, Xing Y, Lan G, Ge T (2014) Characterization and optimization of biosurfactants produced by Acinetobacter baylyi ZJ2 isolated from crude oil-contaminated soil sample toward microbial enhanced oil recovery applications. Biochemical Engineering J 90: 49-58. 129. www.itopf.com 130. https://apiweb.biomerieux.com 131. www.mobio.com/soil-dna-isolation 125 SUMMARY STUDY ON HYDROCARBON-DEGRADING BACTERIA AND THEIR APPLICATION IN OIL POLLUTION REMEDIATION IN VIETNAM COASTAL ZONE Vietnam has a long coast zone and a developing petrochemical industry. From 1986 up to now, 200 million tons of crude oil have been exploited, the highest annual amount is 20 tons and turn-over is 8,8 billion USD. Although petrochemical industry provides huge income source, untreated wastes of this industry results in the environmental pollution. Annually, hundred thousands tons of crude oil seepage have caused the serious environmental pollution in coastal zones from North to South of Vietnam. Soil and water contamination with hydrocarbon causes extensive damage of local system and affects negatively to aquaculture in coastal zones. Thus, the selection of the reasonable technologies for clean-up of the oil is required. Recently, the bioremediation technology using microorganisms (especially bacteria) to remove oil contamination is an attractive alternative over other methods because of cost-effectiveness, complete mineralization of pollutants and environment-friendliness. Petroleum bioremediation is carried out by natural population microorganisms capable of utilizing hydrocarbons as a source of energy and carbon. There microorganisms are capable of degrading the various types of hydrocarbon including short-chain, long-chain and aromatic compounds. However, all these compounds have low solubility in water. It make difficult for bacteria to come in direct contact with the hydrocarbon substrates for degrading. Therefore, bacteria growing on petroleum hydrocarbon usually produce potent emulsifiers- called biosurfactant. Due to their amphiphilic structure, biosurfactants increase the surface area of hydrophobic water-insoluble substances and increase their bioavailability, thereby enhancing the growth of bacteria and the rate of bioremediation. In comparison to their chemically synthesized equivalents they have many advantages such as: environmentally friendly, biodegradable, less toxic and non-hazardous. Moreover, they are active at extreme temperatures, pH and 126 salinity as well, and can be produced from industrial wastes and from by-products. Because of their potential advantages, biosurfactant-producing microorganisms are widely used in many industries such as agriculture, chemistry, cosmetics, pharmaceutics, especially in removal of oil contamination. In Vietnam, over the decade years, diverse bacteria capable of degrading petroleum hydrocarbons have been isolated and characterized, including the genera Pseudomonas, Aeromonas, Rhodococcus, Bacillus, Shigella, Acinetobacter etc. However, there have been only few researches on biosurfactant-producing bacteria, especially studies on their application in bioremediation of oil contamination were still lacking. Thus, this thesis studied on the hydrocarbon-degrading bacteria isolated from Vietnam coastal zones and their capability of biosurfactant production. Then, they were of use as probiotics for removal of oil pollution in coastal zones. From 112 water and sediment samples taken from some of ports, gulfs and coastal zones of Do Son, Cat Ba, Nghi Son, Hue, Quy Nhon, Vung Tau, Ben Tre and Binh Thuan, the enumeration and isolation of hydrocarbon-degrading bacteria were investigated. The results have shown that all samples were present hydrocarbon-degrading bacteria with the number of 1.1x10 2 -7.5x10 6 MPN/ml(g). Among, the number of hydrocarbon-degrading bacteria in sediment samples were higher 5-100 fold in water samples. Cultivate on Gost 9023-74 media, 124 hydrocarbon-degrading bacterial strains were isolated. Based on physiological, biochemical properties (API 50 CHB, 50 CHL and 20 NE kit) and 16S-rDNA sequence analysis, they are belong to 16 genera and 3 phylums, including: Rhodococcus, Janibacter (Actinobacteria); Aeromonas, Acinetobacter, Burkholderia, Brevundimonas, Chryceomonas, Ochrobactrum, Enterobacter, Pseudomonas, Serratia, Morganella (Proteobacteria); Bacillus, Leuconostoc, Lactobacillus and Paenibacillus (Firmicutes). Among the genera, Acinetobacter, Rhodococcus, Pseudomonas and Bacillus were dominant in some of ports, gulfs and coastal zones of Vietnam. 127 For efficient bioremediation of oil contamination, we screened the capability of biosurfactant production of the selected strains. The results shown that, all strains are capable of biosurfactant production with the emulsification activity (E24) of 35±1.2-75±1%. Three of them (Acinetobacter soli H1, Acinetobacter calcoaceticus H3 and Rhodococcus ruber TD2) showed high biosurfactant-producing capacity with the E24 of 67.5±1.2, 70.2±1.1 and 75±1%, respectively. In addition, the result of the oil spreading test (Morikawa et al., 2000) on the production of biosurfactants from these strains is 100%. In order to their application in oil polluted treatment, we determined characterization of biosurfactant, the optimal growth conditions for biosurfactant- producing capacity and oil biodegradation by strains H1, H3 and TD2. The data indicated that the maximum biomass concentration of three strains were achieved after 5 days of growth. At the same time, the emulsification activity of biosusurfactant produced by strains H1, H3 and TD2 were highest with the E24 of 70.3±1.2, 74±1 and 80±1%, respectively. Moreover, the surface tension of the their culture broth reduced from 68.6 to 29.7-36.5mN/m. Emulsification activity of biosurfactant with some hydrocarbons (xylene, n-hexane, DO and JetA1) and effects of temperature, pH and sodium chloride on biosurfactant stability were investigated. The data indicated that biosurfactants produced by strains H1, H3 and TD2 emulsified effectively with all hydrocarbons. Moreover, the their biosurfactant were stable during exposure to temperatures of 4-121 o C for 20 min, within a wide pH range (6-12 by H1, 4-12 by H3 and 2-12 by TD2) and salinity of 0-10% NaCl. Environmental conditions such as temperature, nutrients, pH and salinity affected the bacterial growth and their biosurfactant-producing capacity. The best environmental conditions for H1, H3 and TD2 growing and producing biosurfactant were 30 o C, 5% (v/v) DO, 2gL -1 (NH4)2HPO4, pH 7.5, 2% (w/v) NaCl; 30 o C, 5% (v/v) DO, 2gL -1 (NH4)2SO4, pH7, 1% (w/v) NaCl and 30 o C, 5% (v/v) DO, 2gL -1 NaNO3, pH8, 2% (w/v) NaCl, respectively. In these condition, strains H1, H3 and TD2 produced crude biosurfactant of 12.9±0.3, 13.57±0.4 and 13.7±0.45 gL -1 , 128 respectively. The biosurfactant production by Rhodococcus ruber TD2 were optimized by using response surface methodology (RSM) based on changes of medium component: diesel oil, NaNO3 and pH. RSM analysis showed that the highest biosurfactant production was obtained in medium containing 5.7 % (v/v) DO, 3.3 gL -1 NaNO3 and pH 8.3. In this medium, strain TD2 produced the maximum yield of crude biosurfactant of 30.05 gL -1 after 5 days. It was 2.2-fold higher than before optimization. Base on GC-MS analyses, the biosurfactant produced by strains H1 and H3 consist of hydrophobic (-CH3) and hydrophilic (- COOH) groups in chemical structure C16H22O4 (1,2 benzendicarboxylic acid, bis 2- methyl propyl ester). The biosurfactant of Rhodococcus ruber TD2 was ester of Hexadecenoic acid (C16H30O2) and Hexanedioic acid bis 2-ethylhexyl (C22H42O4) containing of many –OH and C=O groups in structural chemicals. Degradation of diesel and crude oil of three selected strains were estimated. Analysis of total petroleum hydrocarbon (TPH) in diesel oil (DO) indicated that the TPH degradation was contributed by 98.44, 98.68 and 99.27% by H1, H3 and TD2 during 6 days of incubation, respectively. As evident from GC-MS chromatogram of hydrocarbon components of DO, H1, H3 and TD2 could degrade C10-C35 by 90.73-99.47%, 91.68-99.45% and 97.11-97.11%, respectively. Similarly, the degradation of THP and its fractions in crude oil (CO) by these strains was also observed. The results indicated that the degradation rate of THP and components (C11-C36) were 81% and 39.21-100% by H1, 85.2% and 60.27-100% by H3, 90.07% and 70.76-100% by TD2 after 9 days of incubation, respectively. According to the above analyses, strain Rhodococcus ruber TD2 showed the high capability of biosurfactant production and degradation of petroleum hydrocarbon. Hence, it was of use as the main components of probiotics for removal of oil contamination in coastal zones. To evaluate the effectiveness of probiotics, four experimental microcosms were applied in Do Son beach (each measuring by 6mx3m). Four treatments consisted of a diesel oil control, a diesel oil plus probiotics, a crude oil control and a crude oil 129 plus probiotics. Diesel oil or Bach Ho crude oil were applied in each microcosm, resulting in a calculated diesel and crude oil contamination level of approximately 7 and 10 g/kg of sand, respectively. Probiotic was applied, resulting in a calculated number of bacteria of approximately 10 3 CFU/g of sand. Once a 3 days, mineral nutrients (7g of NH4NO3 and 3g of Ca3(PO4)2) predissolved in about 10 liters of seawater were applied in each microcosm via a sprinkler. Biodegrading processes was experimented during 28 days in winter (12/2009) and summer (6/2010). In order to assess the effect of probiotics, microbial population changes and amount of total and hydrocarbon components of petroleum during bioremediation were examined. The results showed that in treated microcosms, the number of useful bacteria (aerobic, fermentative and hydrocarbon-degrading bacteria) was increased during the biodegrading process while the number of sulfate-reducing bacteria, fungi and streptomyces was decreased. In the highest hydrocarbon degradation stage (the 21 st day of experiment in winter and the 14 th day of experiment in summer), the hydrocarbon-degrading bacteria were dominant with 50 and 65-70% of total aerobic bacteria in the microcosms supported probiotics, respectively. Based on 16S rDNA sequence analysis and standard API kit indicated that dominant hydrocarbon-degrading bacteria in processes are belonging to genera: Acinetobacter, Bacillus, Brevundimonas, Ochrobactrum, Pseudomonas, Pasteurella, Strenotromonas, Staphylococcus and Rhodococcus. Four genera Bacillus, Pseudomonas, Pasteurella and Bacillus were dominant in control microcosms, while seven genera Rhodococcus, Acinetobacter, Brevundimonas, Ochrobactrum, Pseudomonas, Strenotromonas and Staphylococus were dominant in probiotic microcosms. Though, the number of each dominant genera was changed during the different periods of treatment, they are demonstrated to play an significant role in degrading process. Using non-cultivation method (metagenomics) for investigation the biodiversity of microorganisms in probiotics microcosms revealed that the dominant genera are belonging to 4 phylum: Actinobacteria (Rhodococcus, Nocardioides, 130 Mycobacterium...), Proteobacteria (Acinetobacter, Pseudomonas, Ochrobactrum...), Firmicutes (Bacillus, Staphylococcus, Leuconostoc...) and Bacteroidetes (Flavobacterium, Shingobacterium...) with ratio of 97,17%. Among genera, two genera Rhodococcus and Acinetobacter are dominant in both analysis of cultivation and non-cultivation methods. The obtained result indicated that Rhodococcus ruber and other microorganisms play a key role in oil-degrading process in Do Son beach. Besides, the decrease in total and hydrocarbon components of the petroleum could also serve as a proof for the effectiveness of probiotic in oil degradation. Thus, approximately 99.92-99.89% and 41.16-74.65 of total petroleum, 98.35-100% and 14,56-92,71 hydrocarbon components in treated and control microcosms were removed, respectively. The data obtained in this study support the application of biosurfactant-producing bacteria in the treatment of oil pollution along coastlines in Vietnam.