Luận văn Thử nghiệm nuôi luân trùng nước ngọt (brachionus calyciflorus) bằng tảo chlorella

tiên mỗi ngày tăng gấp đôi thể tích nước nuôi để làm loãng mật độ luân trùng xuống một nửa. Trong những ngày tiếp theo, tiến hành thu hoạch 1/2 số lượng luân trùng trong bể, sau đó lại đổ nước mới vào bể để làm giảm mật độ luân trùng xuống còn một nửa. Ngày thứ năm tiến hành thu hoạch và tiến hành lặp lại trình tự như trên (hệ thống nuôi bán liên tục trong 5 ngày) (Dhert, 1996). Nuôi theo phương pháp liên tục Nuôi sinh khối luân trùng theo phương pháp liên tục thì qui mô nhỏ hơn phương pháp nuôi mẻ nhưng hiệu quả thâm canh hơn. Đây là phương pháp có hiệu quả để sản xuất ra luân trùng chất lượng cao. Mô hình này luôn khép kín chỉ áp dụng trong phòng nên hạn chế ở qui mô nhỏ và đòi hỏi điều kiện thiết bị máy móc nên chi phí cao. Mô hình nuôi liên tục tiến bộ nhất là mô hình kết hợp với chemostat (James và Abu- Rezeq, 1989). Chemostat hoạt động trên nguyên tắc giới hạn hàm lượng thức ăn và tỉ lệ cho ăn. Hàm lượng thức ăn cho vào và lượng luân trùng thu hoạch sẽ được tính toán trước và duy trì ổn định. Một lượng cố định luân trùng sẽ được đem ra và bù vào bằng một lượng cố định thức ăn cần thiết. Như vậy, chemostat duy trì tốc độ sinh trưởng của luân trùng ổn định (bằng cách cung cấp đều đặn thức ăn) chứ không duy trì mật độ cá thể (Droop, 1975; trích từ Trần Công Bình và csv., 2005). Nuôi luân trùng với mật độ cao 18 Tuy nuôi luân trùng với mật độ cao sẽ làm tăng nguy cơ ô nhiễm môi trường nuôi làm giảm tốc độ sinh trưởng do bắt đầu sự sinh sản hữu tính nhưng phương pháp này đã thu được kết quả hứa hẹn trong điều kiện nuôi có kiểm soát. Kỹ thuật nuôi cũng giống như kỹ thuật áp dụng để nuôi hàng loạt bằng thức ăn Culture Selco nhưng sau mỗi chu kỳ 4 ngày mật độ luân trùng không phải điều chỉnh lại. Thức ăn được điều chỉnh 0,25- 0,3g/ triệu luân trùng cho các mật độ giữa 500 và 1500 luân trùng/mL và ở mức 0,2g cho các mật độ trên 1500 luân trùng/mL. Nuôi luân trùng mật độ cao ảnh hưởng trực tiếp đến tỷ lệ trứng. Tỷ lệ trứng giảm từ mức độ trung bình 30% ở mật độ 150 luân trùng/mL xuống còn 10% ở mật độ 2000 luân trùng/mL và dưới 5% ở mật độ 5000 luân trùng/mL. Vì vậy hệ thống này chỉ được sử dụng trong các điều kiện được kiểm soát tốt (Lavens et al., 1996). Nuôi luân trùng trong hệ thống tuần hoàn kết hợp với tảo và cá rô phi Nghiên cứu thiết lập hệ thống nuôi luân trùng tuần hoàn kết hợp với tảo và cá rô phi bước đầu đã thực hiện tại Khoa Thuỷ sản, Trường Đại học Cần Thơ. Hệ thống nuôi được thiết lập trên cơ sở kết hợp hệ thống nuôi luân trùng (Brachionus plicatilis) tuần hoàn và kỹ thuật sản xuất nước xanh từ cá rô phi. Thử nghiệm bước đầu của Hàn Thanh Phong (2002), cho thấy luân trùng có thể phát triển tốt trong hệ thống tuần hoàn kết hợp với bể nước xanh (tảo Chlorella và cá rô phi) mà không cần cho luân trùng ăn (chỉ sống nhờ tảo Chlorella từ bể nước xanh), với tỉ lệ thể tích bể nước xanh/bể nuôi luân trùng là 15:1, mật độ luân trùng cao nhất đạt đến 1.478 ± 96 ct/ml vào ngày nuôi thứ 7 (Trần Công Bình và csv., 2005). Theo Trần Công Bình và csv. (2005) trong điều kiện thời tiết như ở nước ta, tảo Chlorella phát triển tốt nhất trong bể cá-tảo có mật độ cá thả là 2 kg/m3 ở cỡ cá 30-50 g/con với tỉ lệ cho ăn là 3% trọng lượng thân. 2.2.3 Các loại thức ăn nuôi luân trùng và cách cho ăn Luân trùng thuộc nhóm ăn lọc không chọn lọc nên việc có thể sử dụng nhiều loại thức ăn để nuôi chúng. Tuy nhiên, giá trị dinh dưỡng của thức ăn sẽ quyết định giá trị dinh dưỡng cũng như năng suất nuôi luân trùng. Do đó, việc chọn lựa nguồn thức ăn thích hợp để nuôi luân trùng sẽ quyết định đến năng suất và giá trị của luân trùng. Thức ăn sử dụng cho nuôi luân trùng chủ yếu là tảo, men bánh mì (yeast) và thức ăn nhân tạo (Trần Công Bình và csv., 2005). Tảo Các loại tảo có thể làm thức ăn cho luân trùng là Chlorella, Dunadiella, Tetrselmis, Nanochloropsis,...(Trần Ngọc Hải và Trần Thị Thanh Hiền, 2000). Theo Nagata và Whyte (1992) khi nghiên cứu về ảnh hưởng của các loại thức ăn khác nhau đến sự phát triển của luân trùng, tác giả nhận thấy luân trùng khi sử dụng 19 Chlorella sacchrophila có tốc độ sinh sản và đạt mật độ cao nhất, kế đến là Isochrysis, Tetraselmis suecica, men bánh mì Saccharomyces cereviciae và cuối cùng là Thalassiosira pseudonana. Điều này cũng phù hợp với nhận định của Liao et al. (1983) thức ăn tốt nhất cho sự phát triển của luân trùng là Chlorella nước mặn. Ngoài ra luân trùng nuôi với Chlorella nước mặn có giá trị dinh dưỡng cao do chứa nhiều HUFA đặc biệt là EPA (Fukusho, 1983). Theo Nyonje và Radull (1991) trong vùng nhiệt đới, Chlorella nước ngọt đã được sử dụng thành công trong việc nuôi luân trùng bằng cách thuần hoá trước khi cho ăn. Một trong những thuận lợi trong việc sử dụng Chlorella làm thức ăn cho luân trùng là do tảo này phát triển và phân cắt nhanh (chỉ sinh sản vô tính). Chlorella chứa hàm lượng protein 50%, lipid 20%, Carbohydrate 20%, Vitamin B1, B12, chất khoáng… Hơn nữa Chlorella còn sản sinh ra chất kháng sinh Chlorellin kháng lại một số vi khuẩn do đó hạn chế một số mầm bệnh (Sharma, 1998); trích từ Trần Công Bình và csv., 2005). Theo Trần Công Bình và csv. (2005) thì một số tảo có chứa hàm lượng các acid béo thiết yếu rất cao như acid eicosapentaenoic (EPA 20:5n-3) và docosahexaenoic acid (DHA 22:6n-3), cho nên chúng được xem là thức ăn tươi sống rất tốt bổ sung hàm lượng acid béo cho luân trùng. Khi luân trùng ăn tảo, nó sẽ thu nhận các acid béo thiết yếu này trong vài giờ và sau đó tiến tới cân bằng giữa tỉ lệ DHA/EPA . Men bánh mì Men bánh mì là những tế bào nấm men có kích thước 5-7 µm có hàm lượng protein cao (45-52%) và rẻ tiền được sử dụng làm thức ăn cho luân trùng. Tuy nhiên, nếu chỉ cho luân trùng ăn hoàn toàn bằng men bánh mì thì năng suất không ổn định và quần thể luân trùng mau tàn (Hirayama, 1987; Komis, 1992). Nguyên nhân chủ yếu là do khó quản lý chất lượng nước nuôi, men bánh mì khó tiêu cần trợ giúp thêm vi khuẩn tiêu hóa. Hơn nữa, bản thân men bánh mì có giá trị dinh dưỡng kém (chỉ giàu protein, thiếu các thành phần khác). Mặt khác, luân trùng chỉ ăn men bánh mì có tốc độ sinh trưởng và sinh sản thấp, điều này dẫn đến phải kéo dài chu kỳ nuôi mới đạt được mật độ mong muốn (Hoff và Snell, 2004). Luân trùng chỉ được cho ăn bằng men bánh mì có chất lượng kém không thể dùng nuôi phần lớn ấu trùng cá biển (Watanabe et al., 1983). Vì vậy, luân trùng cho ăn bằng men bánh mì cần được giàu hóa bằng tảo sống hoặc giàu hóa bằng nhũ tương với acid béo omega-3 trước khi cho ấu trùng cá ăn. Bột đậu nành Bột đậu nành được sử dụng làm thức ăn cho động vật thủy sản hiện nay chủ yếu là bột đậu nành ly trích dầu có hàm lượng protein khoảng 47- 50%, lipid không quá 3%, 20 giàu muối khoáng và vitamin nhất là các vitamin tan trong chất béo tốt (Trần Thị Thanh Hiền và Nguyễn Anh Tuấn, 2009). Tuy bột đậu nành giàu Lecithin và acid béo LNA (Linolenic acid 18:3n-3) một loại tiền chất để tổng hợp nên EPA và DHA nhưng thiếu Methionine, Cystine. Bột đậu nành có hai loại: Bột đậu nành đã tách chất béo (còn chất béo không quá 3%), được nghiền mịn từ khô đậu nành ly trích. Bột đậu nành chưa tách béo được nghiền từ hạt đậu nành đã qua xử lý nhiệt, có chất béo cao (17 – 18%) nhưng đạm lại thấp (37- 38%) (Dương Tấn Lộc, 2007). Thức ăn nhân tạo Hiện có nhiều loại thức ăn nhân tạo đặc chế cho luân trùng được bán trên thị trường. Các thức ăn này có thành phần chủ yếu là men bánh bì được bổ sung dinh dưỡng như các amino acid và các acid béo thiết yếu, các vitamin và khoáng, nhằm cân bằng dinh dưỡng và nâng cao sinh trưởng của luân trùng. Các thành phần bổ sung trong thức ăn nhân tạo này đều nhằm mục đích là nâng cao hoạt tính của men (Hoff và Snell, 2004). Vi khuẩn Một số vi khuẩn làm thức ăn cho luân trùng như: Pseudomonas, Acinetobacter... nhưng một số loài vi khuẩn gây hại cho luân trùng như Flavobacteria, chúng hạn chế sự phát triển của luân trùng và Vibrio alginoliticus làm chết luân trùng (Nguyễn Văn Hạnh, 2007) Protozoa Một số loài tiêm mao trùng (ciliate), protozoa,… như: Euplotes và Vorticella. Đây là hai loài thường xuyên gặp trong nuôi sinh khối luân trùng, chúng cạnh tranh thức ăn và oxy với luân trùng. Đặc biệt chúng làm giảm chất lượng nước trong môi trường sống của luân trùng, tạo nhiều hợp chất hữu cơ, làm giảm pH (Nguyễn Văn Hạnh, 2007). Tuy nhiên theo Dhert (1996) chúng có thể làm sạch nước bể nuôi khỏi vi khuẩn và vật chất hữu cơ. Cách cho luân trùng ăn Do luân trùng có đặc tính ăn lọc và liên tục nên khi cho ăn phải cung cấp thức ăn với lượng vừa phải với khoảng cách giữa các lần cho ăn ngắn nhằm hạn chế tình trạng trong bể luân trùng thừa thức ăn (làm giảm chất lượng nước) nhưng luân trùng vẫn bị đói (do không cung cấp thức ăn mới kịp thời). Như vậy, luân trùng phải được cho ăn thường xuyên với lượng nhỏ nhằm duy trì chất lượng nước và tránh trường hợp cho ăn thừa hoặc bỏ đói luân trùng. Ngoài ra, nếu luân trùng bị đói trước khi thu hoạch thì giá trị dinh dưỡng của chúng sẽ rất thấp. Đây cũng là một nguyên nhân làm tăng tỉ lệ hao hụt của ấu trùng tôm cá khi sử dụng luân trùng làm thức ăn (Dhert, 1996). 21 2.3 Tảo Chlorella 2.3.1 Hệ thống phân loại và hình thái Ngành: Chlorophyta Lớp: Chlorophyceae Bộ: Chlorococales Họ: Chlorellaceae Giống: Chlorella (Bold và Wynne, 1978) Chlorella là loài tảo đơn bào, không có tiêm mao, không có khả năng di động chủ động. Tế bào dạng hình cầu, hình elip,... có kích cỡ từ 2 – 12 µm, có chứa hạt diệp lục tố và hạt tạo tinh bột. Màng tế bào có lớp Celluloze bao bọc (Sharma, 1998). 2.3.2 Đặc điểm dinh dưỡng Theo Sharma (1998), Chlorella sống tự dưỡng là chủ yếu hay cộng sinh với địa y. Đặc biệt, Chorella là loài tảo phát triển và phân cắt nhanh dưới điều kiện môi trường biến động nên hoàn toàn thích hợp để nuôi trong hệ thống tuần hoàn ngoài trời. Tảo Chlorella có thể sử dụng là muối ammonium, nitrat và urea cho tăng trưởng trong đó ammonium cho kết quả tốt nhất. Khi môi trường có đồng thời 3 chất Chlorella sẽ sử dụng ammonium trước còn nitrate và ure sẽ được tảo chuyển hoá thành ammonium trước khi kết hợp vào thành phần hữu cơ. Như vậy, khi kết hợp tảo Chlorella vào hệ thống nuôi, tảo sẽ hấp thu bớt TAN trong hệ thống giúp cải thiện chất lượng nước (Trần Công Bình và csv., 2005). 2.2.3 Đặc điểm sinh sản và vòng đời Chlorella chỉ có hình thức sinh sản vô tình với sự xuất hiện của bất động bào tử thường hình thành 2, 4, 8, 16, 32, 64 bào tử. Sau khi kết thúc sự phân chia, bào tử đi ra ngoài bằng cách phá vỡ màng tế bào mẹ (Sharma, 1998). Theo Tamiya (1963; Sharma, 1998) thì vòng đời của Chlorella chia làm 4 pha: Giai đoạn sinh trưởng, giai đoạn chín sớm, giai đoạn chín mùi và giai đoạn phân cắt. 2.4 Cá Rô Phi 2.4.1 Hệ thống phân loại Bộ: Perciformes Họ: Cichlidae Giống: Danahilia, Oreochromis, Sarotherodon và Tilapia (Trewavas, 1982; trích bởi Lê Như Xuân và csv., 1994). 2.4.2 Cơ sở sinh thái học của hệ thống cá rô phi – tảo Chlorella 22 Trong tự nhiên, cá rô phi là loài ăn tạp, thức ăn bao gồm sinh vật phù du, tảo sợi, rong có lá, động vật đáy, các loài nhuyễn thể, tôm cá con và cả mùn bã hữu cơ. Tính ăn mồi động vật của cá rô phi tích cực ở giai đoạn cá con, giai đoạn 1-9 cm cá ăn mồi sống rất mạnh. Tuy nhiên khi cá lớn, chúng chuyển sang chủ yếu ăn thực vật (rong, tảo) giảm bắt mồi động vật (Trương Quốc Phú và csv., 2006). Cá rô phi thường được xem là cá ăn lọc do khả năng lọc tảo trong nước rất hiệu quả. Theo Popma và Lovshin (1996), mang của cá rô phi tiết ra nhiều chất nhầy để bắt các hạt lơ lửng tạo thành các cục nhầy dính đầy tảo, động vật phù du, vật chất hữu cơ và được cá nuốt nào. Cơ chế này có thể giúp cá bắt được những tế bào nhỏ đến 5 µm. Cá rô phi đen (O.mossambicus) lọc tảo kém hiệu quả hơn các loài cá rô phi vằn (rô phi Đài Loan) và cá rô phi xanh (O.aureus). Cá rô phi có thể tiêu hóa hiệu quả các loài tảo, nhờ pH trong dạ dày của cá rất thấp (nhỏ hơn 2) nên có thể phá vỡ màng tế bào của tảo lam và vi khuẩn. Cá rô phi có thể tiêu hóa 30 – 60% đạm trong tảo và tảo lam được tiêu hóa tốt hơn tảo lục (Popma và Lovshin, 1996). Khi nghiên cứu về khả năng sử dụng Chlorella của cá rô phi giống (O.niloticus), Kungler et al. (1987) nhận thấy cá rô phi không sử dụng tốt Chlorella. Nhờ những đặc điểm dinh dưỡng trên mà cá rô phi có thể giúp duy trì quần thể tảo tốt, đặc biệt là tảo Chlorella. 2.5 Lịch sử phát triển và tình hình nghiên cứu luân trùng Vào đầu những năm 1950, luân trùng Brachionus plicatilis lần đầu tiên được chú ý ở Nhật vì sự phát triển sinh khối một cách đột ngột của nó làm suy giảm chất lượng nước trong các bể nuôi cá chình và gây chết cá hàng loạt. Qua sự kiện này mà B. plicatilis trở thành một trong các đối tượng nghiên cứu trong nuôi trồng thuỷ sản vào lúc đó. (Hirata., 1979 và Fukusho, 1989. Trích từ Trần Công Bình và csv., 2005). Hai mươi lăm năm sau đó lần đầu tiên luân trùng đã được sử dụng để làm thức ăn trong nuôi ấu trùng tôm cá và có một vài kỹ thuật sản xuất thâm canh luân trùng vẫn đang được áp dụng trên toàn thế giới (Dhert, 1996). Ở Việt Nam trong những năm gần đây, luân trùng được nghiên cứu với rất nhiều hình thức nuôi khác nhau nhằm đem lại kết quả sản xuất luân trùng cao đảm bảo đầy đủ về lượng và chất với chi phí nuôi thấp: Trần Công Bình và csv. (2005), trong nghiên cứu hệ thống nuôi luân trùng năng suất cao và ổn định thích hợp với điều kiện Việt Nam cho thấy, có thể thiết lập một hệ thống nuôi luân trùng nước lợ thâm canh tuần hoàn với thiết kế và vận hành đơn giản nhưng cho năng suất cao và ổn định với chi phí sản xuất thấp. Hệ thống nuôi luân trùng tuần hoàn này chỉ bao gồm 2 thành phần chính là bể cá-tảo và bể luân trùng với 23 tỉ lệ thể tích là 20:1 vì bể cá-tảo có thể thực hiện tốt chức năng xử lý nước trong hệ thống này. Luân trùng nuôi đạt mức độ thâm canh (2.000 cá thể/mL) với tốc độ tuần hoàn nước là 500%/ngày có thể sản xuất khoảng 500 cá thể/mL/ngày tương đương với 25% mật độ duy trì và có thể kéo dài trong khoảng 30 ngày trở lên. Cùng hệ thống nuôi luân trùng bằng tảo Chlorella – cá rô phi trên, Trần Sương Ngọc và Nguyễn Hữu Lộc (2006), cũng đã nghiên cứu thiết lập hệ thống nuôi luân trùng (B.plicatilis) với bể nước xanh. Nghiên cứu nhằm xác định ảnh hưởng mật độ tảo đến sự phát triển luân trùng và khả năng sản xuất sinh khối của luân trùng ở các mật độ nuôi khác nhau. Kết quả cho thấy khi cho ăn với liều lượng 100.000 tế bào/luân trùng/ngày thì mẻ nuôi đạt mật độ cao nhất (2.309 luân trùng/mL) sau 5 ngày nuôi, khả năng sản xuất sinh khối cực đại ở mật độ nuôi 700 cá thể/mL là 76,22 triệu luân trùng/28L trong vòng 6 ngày nuôi. Với hướng nghiên cứu khác, Dương Thị Hoàng Oanh và csv. (2006) nghiên cứu nuôi luân trùng (B.plicatilis) bằng men bánh mì (có bổ sung 3 – 5% tảo Chlorella) thay thế thức ăn Selco. Tuy năng suất và chất lượng luân trùng thu hoạch được cũng tương đương với việc cho ăn bằng thức ăn Selco, nhưng cần phải lắp đặt hệ thống lọc sinh học tuần hoàn kết hợp với bộ tách bọt và ozone tương đối phức tạp. Hầu hết các nghiên cứu về luân trùng trong nước đều tập trung vào nhóm luân trùng nước lợ, trong khi ở nước ngọt cũng có nhiều giống luân trùng có tìm năng phát triển như B.rubens, B.calyciflorus. 24 CHƯƠNG 3 VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU 3.1 Thời gian và địa điểm nghiên cứu Thời gian: Thời gian thực hiện từ tháng 3 đến tháng 6 năm 2011. Địa điểm: Thí nghiệm được tiến hành tại Trại Thực Nghiệm, Khoa Sinh Học Ứng Dụng, Trường Đại Học Tây Đô. 3.2 Vật liệu nghiên cứu Nguồn nước: Sử dụng nước ngọt được cung cấp từ nhà máy nước Cần Thơ, được xử lý bằng Chlorine (20ppm) và sục khí liên tục cho đến khi hết Chlorine. Sau đó, dùng KI để kiểm tra hàm lượng Chlorine còn dư (trung hòa bằng Natri Thiosulfate nếu còn Chlorine dư), nước được để lắng trong thời gian 24 giờ trước khi sử dụng. Đối tượng nghiên cứu: - Luân trùng nước ngọt Brachionus calyciflorus được mua tại phòng thí nghiệm thức ăn tự nhiên Khoa Thủy Sản, Trường Đại học Cần Thơ. - Cá rô phi vằn được mua từ trại giống ở thành phố Cần Thơ được tắm trong formol có nồng độ 20 ppm trong thời gian 30 phút để diệt mầm bệnh ký sinh trước khi thả nuôi. - Tảo Chlorella phát triển tự nhiên trong bể cá rô phi. Thiết bị và dụng cụ nghiên cứu - Bể composite 20L, 12 cái - Bể composite 250L, 6 cái - Nhiệt kế - Máy đo pH - Kính hiển vi, kính lúp - Dụng cụ đếm luân trùng, đếm tảo - Hệ thống máy sục khí - ….. Hóa chất: formol, lugol, … và một số hóa chất khác. Thức ăn cho luân trùng: Tảo Chlorella từ hệ thống tảo – cá rô phi. 3.3 Phương pháp nghiên cứu 3.3.1 Thí nghiệm 1: Ảnh hưởng của khối lượng cá rô phi đến sự phát triển của tảo Chlorella 25 Thí nghiệm 1 nhằm tìm hiểu sự phát triển của tảo trong các bể nuôi cá rô phi để đánh giá khả năng cung cấp tảo Chlorella của hệ thống nước xanh trong bể nuôi cá rô phi. Thí nghiệm được bố trí: Cá rô phi có kích thước 35 – 50g được nuôi trong bể composite 250L với các khối lượng khác nhau: 0,5 kg/m3; 1 kg/m3; 1,5 kg/m3; 2 kg/m3; 2,5 kg/m3; 3 kg/m3. Các bể cá được ký hiệu lần lượt là: Bể 0,5; Bể 1; Bể 1,5; Bể 2; Bể 2,5; Bể 3, các chỉ số theo sau tương ứng với khối lượng của cá (kg/m3). Hình 3.1: Bố trí thí nghiệm 1 Bể cá được sục khí liên tục và đặt trong nhà có mái che bằng tấm lợp trong suốt bảo đảm đủ ánh sáng cho tảo phát triển. Cá được cho ăn bằng thức ăn viên 2 lần/ngày (lúc 8 giờ và 14 giờ) với khẩu phần ăn 3% trọng lượng thân. Đếm mật độ tảo hàng ngày, thí nghiệm kết thúc khi mật độ tảo đạt cực đại và sau đó giảm trong 2 ngày. 3.3.2 Thí nghiệm 2: Ảnh hưởng mật độ tảo lên sự phát triển của quần thể luân trùng Phương pháp nuôi theo mẻ: luân trùng được nuôi trong bể composite có thể tích 20L, mật độ ban đầu 30 cá thể/ml. 26 Thí nghiệm gồm 4 nghiệm thức cho luân trùng ăn với các mật độ tảo khác nhau, mỗi nghiệm thức được lặp lại 3 lần. Các nghiệm thức gồm: Nghiệm thức 1 (NT20): 20.000 tế bào tảo/luân trùng/ngày Nghiệm thức 2 (NT50): 50.000 tế bào tảo/luân trùng/ngày Nghiệm thức 3 (NT80): 80.000 tế bào tảo/luân trùng/ngày Nghiệm thức 4 (NT110): 110.000 tế bào tảo/luân trùng/ngày Bể nuôi luân trùng đặt trong nhà có mái che bằng tấm lợp trong suốt, bể được sục khí liên tục. Luân trùng cho ăn tảo 2 lần/ngày (lúc 10 giờ và 14 giờ) bằng cách đếm mật độ tảo và tính lượng nước tảo cần, rút lượng nước tương ứng từ bể luân trùng (qua lưới lọc luân trùng), sau đó cho nước tảo vào bể luân trùng. Hình 3.2: Bố trí thí nghiệm 2 3.4 Các chỉ tiêu theo dõi
Chỉ tiêu môi trường - Nhiệt độ: Đo 2 lần/ngày vào 8 giờ và 14 giờ bằng nhiệt kế. - pH: Đo 2 lần/ngày bằng máy đo pH vào lúc 8 giờ và 14 giờ. - NO2-: Kiểm tra 2 ngày/lần, sử dụng bộ test. - TAN: Kiểm tra 2 ngày/lần, sử dụng bộ test. 27
Chỉ tiêu sinh học - Mật độ tảo: Lấy 1 ml nước mẫu cho vào buồng đếm Sedgwich Rafter và đếm dưới kính hiển vi. (3.1) Trong đó: T là số cá thể đếm được A là diện tích một ô đếm (1mm2) N là số ô đếm được ( ít nhất là 180 ô) Vcđ là thể tích cô đặc (ml) Vm là thể tích mẫu nước thu (ml) - Mật độ luân trùng: được xác định hằng ngày vào buổi sáng bằng cách sử dụng pipet, lấy 1 ml/mẫu; cố định bằng formol và nhuộm bằng lugol, sau đó đếm trên kính hiển vi, không đếm những con đã chết (không bắt màu với lugol). Thí nghiệm kết thúc khi mật độ luân trùng trong keo đạt cực đại và bắt đầu giảm mật độ. Theo dõi thời gian luân trùng đạt mật độ cực đại, mật độ luân trùng đạt cực đại và mật độ luân trùng trung bình trong 1 ml nước nuôi. - Tốc độ tăng trưởng đặc thù: SGR = (ln Nt – ln No)/t (3.2) Trong đó: SGR: Tốc độ tăng trưởng đặc thù của luân trùng Nt: Mật độ luân trùng tại thời gian t (ct/ml) No: Mật độ luân trùng ban đầu (ct/ml) t: Thời gian nuôi (ngày) - Tỷ lệ mang trứng (TLMT): TLMT = (Số luân trùng mang trứng/tổng số luân trùng)*100 (3.3) 3.5 Phương pháp xử lý số liệu Sử dụng chương trình Excel 2003 để nhập dữ liệu, tính toán giá trị trung bình, độ lệch chuẩn và phần mềm Statistica 5.0 để xử lý thống kê số liệu T*1000*Vcđ A*N*Vm Số lượng tảo = (cá thể / mL) 28 CHƯƠNG 4 KẾT QUẢ THẢO LUẬN 4.1 Thí nghiệm 1: Ảnh hưởng của khối lượng cá rô phi đến sự phát triển của tảo Chlorella 4.1.1 Các yếu tố môi trường nuôi tảo Nhiệt độ Mỗi loài tảo cần một khoảng nhiệt độ nước thích hợp để phát triển, ngoài ngưỡng nhiệt độ này tảo sẽ không phát triển và có thể chết. Nhiệt độ tối ưu cho sinh trưởng của tảo Chlorella từ 25 – 35 oC (Trần Ngọc Hải và Trần Thị Thanh Hiền, 2000). Nhiệt độ ở các bể cá – tảo trong quá trình thí nghiệm dao động từ 27,7 – 31,2 oC (bảng 4.1) nhiệt độ này thích hợp cho cả sự phát triển của tảo Chlorella và cá rô phi. Bảng 4.1: Biến động giá trị trung bình của pH, nhiệt độ ở thí nghiệm 1 Nghiệm thức Chỉ tiêu Bể 0,5 Bể 1 Bể 1,5 Bể 2 Bể 2,5 Bể 3 Sáng 27,9±0,75 27,7±0,57 27,8±0,64 27,8±0,64 27,9±0,75 27,9±0,67 Nhiệt độ (oC) Chiều 30,8±1,35 31±1,22 31±1,32 31,2±1,47 31,1±1,34 31,1±1,34 Sáng 7,9±0,05 7,9±0,06 7,9±0,07 7,8±0,17 7,7±0,14 7,7±0,15 pH Chiều 7,8±0,17 7,6±0,13 7,6±0,19 7,6±0,2 7,5±0,18 7,5±0,2 pH pH trong các bể nuôi ít biến động, có giá trị trung bình từ 7,5 – 7,9 và nằm trong khoảng thích hợp cho các đối tượng nuôi. Hầu hết các thủy sinh vật đều có khoảng pH thích hợp trong phạm vi từ 6,5 – 9 (Trương Quốc Phú, 2006). pH trong các bể nuôi những ngày đầu tương đối ổn định, từ ngày thứ 4 trở về sau pH có xu hướng giảm. Do thời gian nuôi càng lâu môi trường nuôi càng tích lũy nhiều vật chất hữu cơ từ xác tảo chết, thức ăn, chất bài tiết của cá…Quá trình phân hủy các vật chất hữu cơ này tiêu tốn nhiều O2 và sinh ra nhiều khí CO2 làm pH giảm (Trương Quốc Phú, 2006), điều này cũng lý giải nguyên nhân sự chênh lệch pH sáng - chiều ở các bể tảo và sự chênh lệch pH giữa các bể tảo. Buổi sáng, tảo hô hấp mạnh lấy đi O2 trong nước và thải CO2 vì vậy trong bể mật độ tảo càng cao thì hàm lượng CO2 càng cao và pH sẽ càng thấp. Buổi chiều, nhiệt độ cao tốc độ phân hủy vật chất hữu cơ xảy ra mạnh, các bể có cung cấp lượng thức ăn càng nhiều (vì khối lượng cá nhiều), tích tụ nhiều vật chất hữu cơ thì quá trình phân hủy vật chất hữu cơ xảy ra càng mạnh dẫn đến pH thấp như đã nói 29 trên. Như vậy, khi so sánh pH trung bình của các bể tảo cho thấy pH giảm khi khối lượng cá tăng (bảng 4.1). 4.1.2 Sự phát triển của tảo Mật độ tảo Kết quả thí nghiệm cho thấy sự phát triển của quần thể tảo phụ thuộc rất lớn vào hàm lượng dinh dưỡng cung cấp vào bể nuôi thông qua thức ăn cho cá rô phi. Mật độ tảo đạt cực đại cao nhất ở bể 2 vào ngày nuôi thứ 6 (bảng 4.2). Như vậy, việc tăng khối lượng cá trong bể nuôi đồng nghĩa với tăng lượng thức ăn cung cấp cho bể nuôi (vì tỉ lệ cho ăn tính trên trọng lượng cá) cho thấy quần thể tảo phát triển tốt hơn, nhưng ở giới hạn nhất định. Cụ thể mật độ tảo tăng cao từ bể 0,5 đến bể 2, sau đó giảm thấp ở bể 2,5 và bể 3. Hệ tiêu hóa của cá giúp chuyển hoá nhanh một phần đạm và lân ở dạng hữu cơ trong thức ăn thành dạng vô cơ dễ tiêu (N-NH4+, N-NO3-, P-PO43-) thông qua chất bài tiết để cung cấp dinh dưỡng cho sự phát triển của tảo (Trần Công Bình và csv, 2005). Bảng 4.2: Biến động mật độ tảo qua các ngày nuôi (tế bào/mL) Nghiệm thức Ngày Bể 0,5 Bể 1 Bể 1,5 Bể 2 Bể 2,5 Bể 3 1 11.200 17.100 19.050 25.100 14.400 11.900 2 17.000 30.300 34.550 52.500 23.600 30.050 3 47.000 126.500 130.000 210.000 140.000 137.800 4 87.000 169.500 233.000 495.500 290.000 316.000 5 206.500 312.000 630.500 1.089.500 675.000 770.000 6 144.500 221.500 593.000 1.372.500 810.500 520.100 7 85.500 129.000 340.500 975.000 420.000 370.000 Trung bình 85.529 143.700 282.943 602.871 339.071 307.979 Tuy nhiên, không phải cứ tăng khối lượng cá nuôi cũng như tăng lượng thức ăn vào bể là sự phát triển của quần thể tảo trở nên tốt hơn, điều này thấy ở bể 2,5 và bể 3, lượng thức ăn cung cấp vào bể nhiều hơn các bể khác nhưng kết quả phát triển của quần thể tảo lại kém hơn. Nguyên nhân vì khối lượng cá thả vào bể cao, lượng thức ăn cung cấp nhiều thì chất thải cũng tăng dẫn đến chất hữu cơ, chất vẫn nhiều hơn làm giảm chất lượng nước. Ngoài ra, những vật chất lơ lững có từ chất thải cá cũng ảnh hưởng 30 đến quá trình quang hợp của tảo, làm hạn chế sự hấp thu ánh sáng cho quá trình quang hợp của quần thể tảo trong bể nuôi. Theo Sung (1991), Chlorella đòi hỏi cường độ ánh sáng mạnh cho sự phát triển. Các pha phát triển của tảo Qua bảng 4.2 và hình 4.1 cho thấy vào ngày nuôi thứ 3 tảo phát triển mạnh ở các bể với mật độ tảo gia tăng nhanh như ở bể 0,5 từ 17.000 tế bào/mL ở ngày thứ 2 tăng lên 47.000 vào ngày thứ 3, bể 2 tăng từ 52.500 tế bào/mL lên 210.000 tế bào/mL, … Giai đoạn này thuộc pha tăng trưởng nhanh của tảo, đây là giai đoạn các tế bào tảo phân chia nhanh chóng do đó mật độ tảo tăng nhanh. Ngày thứ năm mật độ tảo đạt cực đại ở các bể 0,5, bể 1, bể 1,5 và bể 3, ngày thứ 6 mật độ tảo đạt cực đại ở 2 bể còn lại là bể 2 và bể 2,5. Như vậy thời gian mật độ tảo đạt cực đại của bể 2 và bể 2,5 sau các bể khác 1 ngày và với mật độ đạt cực đại cao hơn (lần lượt là 1.372.500 tế bào/mL; 810.500 tế bào/mL). Điều này cho thấy với khối lượng cá 0,5; 1; 1,5 kg/m3 vào bể cùng khối lượng thức ăn tương ứng không cung cấp đủ chất dinh dưỡng cần thiết để tảo phát triển tốt nhất. 0 200.000 400.000 600.000 800.000 1.000.000 1.200.000 1.400.000 1.600.000 1 2 3 4 5 6 7 Ngày Bể 0,5 Bể 1 Bể 1,5 Bể 2 Bể 2,5 Bể 3 Hình 4.1: Biểu đồ thể hiện biến động mật độ tảo Sau ngày mật độ tảo đạt cực đại thì những ngày nuôi sau mật độ tảo giảm dần. Vậy bể 2 và bể 2,5 có thời gian mật độ tảo giảm xảy ra chậm hơn các bể khác, có nghĩa là pha suy tàn của tảo đến sau các bể khác. Theo Coutteau (1996) thì trong quá trình nuôi có nhiều nguyên nhân dẫn đến pha suy tàn của tảo, có thể do cạn kiệt dinh dưỡng, thiếu Mật độ tảo (tế bào/mL) 31 oxy, nhiệt độ quá cao, pH không ổn định hoặc môi trường nước nhiễm bẩn …Trong thí nghiệm này tảo suy tàn có thể do thiếu dinh dưỡng ở các bể có khối lượng cá thả vào thấp cũng như lượng thức ăn cung cấp vào bể thấp như bể 0,5, bể 1,…và do các chất thải, cặn bả tích lũy lâu ngày làm chất lượng nước xấu đi ở các bể. Tương quan mật độ tảo và khối lượng cá rô phi 0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5 1 2 3 4 5 6 0 200.000 400.000 600.000 800.000 1.000.000 1.200.000 1.400.000 1.600.000 Khối lượng cá Mật độ tảo Hình 4.2: Tương quan mật độ tảo và khối lượng cá rô phi Hình 4.2 cho thấy mối tương quan giữa khối lượng cá rô phi với mật độ tảo ở các nghiệm thức. Khối lượng cá trong bể càng cao thì mật độ tảo càng cao nhưng khối lượng cá tăng cao ở một giới hạn nhất định thì mật độ tảo lại giảm thấp. Trần Công Bình và csv (2005) khi nghiên cứu ảnh hưởng của sinh khối cá rô phi lên sự tăng trưởng quần thể tảo Chlorella cũng cho kết quả mật độ tảo cực đại tăng cùng với sự gia tăng khối lượng cá ở các bể từ 0,5 kg – 2 kg. Nhìn chung, mật độ tảo Chlorella và khối lượng cá rô phi trong các bể cá – tảo có mối tương quan với nhau. Trong điều kiện nhiệt độ từ 27,7 – 31,2 o C và pH từ 7,5 – 7,9 thì mật độ tảo càng cao khi khối lượng cá rô phi càng cao nhưng khi khối lượng cá rô phi tăng cao ở một giới hạn nhất định (0,5 – 2 kg) thì mật độ tảo lại giảm. 4.2 Thí nghiệm 2: Ảnh hưởng mật độ tảo lên sự phát triển của quần thể luân trùng 4.2.1 Các yếu tố môi trường nuôi luân trùng Mật độ tảo (tế bào/mL) Khối lượng cá (kg/m3) 32 Nhiệt độ Theo Fushimi (1989), luân trùng có khoảng nhiệt độ sống thích hợp 15 – 35 oC. Nhiệt độ của các nghiệm thức trong thí nghiệm không có khác biệt nhiều dao động từ 26,9 – 31,2 oC (bảng 4.3) và nằm trong khoảng thích hợp cho sự sinh trưởng và phát triển của luân trùng. Tuy nhiên, nhiệt độ trong ngày dao động tương đối lớn nên gây ảnh hưởng không tốt đến nâng suất nuôi luân trùng. Bảng 4.3: Biến động giá trị trung bình của pH, nhiệt độ ở thí nghiệm 2 Nghiệm thức Chỉ tiêu NT20 NT50 NT80 NT110 Sáng 27,9±0,96 26,9±0,97 27±0,92 27±0,94 Nhiệt độ (oC) Chiều 31±0,67 31,2±0,66 30,9±0,73 31,2±0,65 Sáng 8±0,07 8,1±0,07 8±0,1 8±0,11 pH Chiều 8±0,05 8,1±0,08 8,1±0,06 8,2±0,17 pH pH giữa các nghiệm thức và pH trong ngày không chênh lệch nhiều. Nguyễn Văn Hải (2008) thí nghiệm nuôi luân trùng nước ngọt B. angularis với các giá trị pH khác nhau, cho kết quả luân trùng phát triển tốt nhất ở pH = 8. Thí nghiệm của Nguyễn Tấn Khương (2008) khi nuôi B. angularis bằng tảo Chlorella thì pH dao động từ 7,3 – 8,0 và pH trung bình bằng 7,68 thấp hơn kết quả thí nghiệm này đạt được, nguyên nhân có thể do thí nghiệm trên luân trùng được nuôi với mật độ khá cao (200 cá thể/mL), sự phân hủy vật chất hữu cơ và hô hấp của luân trùng tạo ra nhiều khí CO2 nên dẫn đến pH thấp hơn. Theo Hoff (2004), pH thích hợp nhất cho sự phát triển của luân trùng dao động từ 7,5– 8,5. Như vậy, các nghiệm thức có khoảng pH dao động từ 8 – 8,2 nằm trong ngưỡng thích hợp cho phát triển của luân trùng (bảng 4.3). NO2- Trong các thủy vực nitrite được tạo thành từ quá trình oxy hóa ammonia và ammonium. Dựa vào bảng 4.4 cho thấy hàm lượng NO2- ở các bể tăng theo ngày nuôi và theo mật độ tảo cung cấp vào bể vì vậy có sự chênh lệch giữa các bể. Tuy nhiên, kết quả hàm lượng NO2- ở tất cả các nghiệm thức vẫn rất thấp so với giới hạn chịu đựng của luân trùng. 33 Nghiên cứu của Nguyễn Thị Tuyết Hằng (2010) trên luân trùng B. angularis cũng cho thấy hàm lượng NO2- có xu hướng tăng dần vào cuối thí nghiệm Bảng 4.4: Hàm lượng NO2- qua các đợt thu mẫu (ppm) Nghiệm thức Ngày 4 Ngày 6 Ngày 8 NT20 0,5 1 2 NT50 1 2 5 NT80 1 2 5 NT110 2 5 5 Theo Groeneweg et al. (1981), hàm lượng N-NO2- đạt từ 10-20 ppm không gây độc đối với luân trùng. Như vậy, tuy giữa các nghiệm thức có hàm lượng chênh lệch nhau, dao động từ 0,5 – 5 ppm nhưng không gây ảnh hưởng đến khả năng sinh sản và phát triển của luân trùng ở mỗi bể. TAN Hàm lượng TAN tăng tỉ lệ thuận với mật độ nuôi và ngày nuôi. Qua 3 lần thu mẫu thì hàm lượng TAN đạt giá trị cao nhất là 10 ppm ở NT80 và NT110 vào ngày thứ 8. Hàm lượng TAN tăng đó là do sự phân hủy của chất thải, xác luân trùng và thức ăn thừa,…Khi mật độ luân trùng càng cao thì lượng thức ăn cung cấp vào bể nuôi càng nhiều, sự tích tụ và phân hủy của lượng thức ăn thừa, chất thải của luân trùng… sẽ làm tăng hàm lượng TAN trong bể nuôi. Theo Nogrady (1993) thì chất bài tiết của luân trùng phần lớn có nguồn gốc đạm, chủ yếu là ammonia nên khi mật độ luân trùng càng cao thì hàm lượng TAN càng cao. Bảng 4.5: Hàm lượng TAN qua các đợt thu mẫu (ppm) Nghiệm thức Ngày 4 Ngày 6 Ngày 8 NT20 1 5 5 NT50 1 5 5 NT80 5 10 10 NT110 5 10 10 Theo Boyd (1990) thì tỉ lệ phần trăm của NH3/TAN ở những giá trị nhiệt độ và pH khác nhau sẽ khác nhau. Căn cứ vào hàm lượng TAN với điều kiện nhiệt độ và giá trị pH từ 8 – 8,2 thì hàm lượng NH3 độc hại tương ứng trong khoảng 0,07 – 0,88 (bảng 34 4.6). Dhert (1996) cho rằng hàm lượng NH3 không vượt quá 1 ppm được xem là an toàn cho luân trùng. Vậy hàm lượng NH3 trong các nghiệm thức không gây hại cho luân trùng. Bảng 4.6: Hàm lượng NH3 qua các đợt thu mẫu (ppm) Nghiệm thức Ngày 4 Ngày 6 Ngày 8 NT20 0,07 0,29 0,29 NT50 0,07 0,29 0,44 NT80 0,33 0,37 0,88 NT110 0,33 0,57 0,88 4.2.2 Sự phát triển của luân trùng Mật độ luân trùng Thí nghiệm được tiến hành trong thời gian 9 ngày nuôi, kết quả cho thấy mật độ tảo Chlorella cho luân trùng ăn có ảnh hưởng đến sự sinh sản và phát triển của luân trùng. Mật độ luân trùng khi bố trí thí nghiệm là 30 cá thể/mL thì mật độ luân trùng đạt cao nhất trong quá trình thí nghiệm là 814 cá thể/mL ở nghiệm thức NT80 sau 7 ngày nuôi, khác biệt có ý nghĩa thống kê (P<0,05) so với các nghiệm thức khác. Theo bảng 4.7 cho thấy mật độ luân trùng sau ngày nuôi thứ nhất tăng nhẹ, sau đó các ngày tiếp theo mật độ luân trùng có khuynh hướng tăng nhanh hơn. Nguyên nhân do luân trùng được chuyển từ môi trường nuôi cấy sang môi trường nuôi cần có thời gian thích nghi với môi trường nước mới. Theo như Nguyễn Thị Kim Liên và csv (2008) thì khi cho luân trùng vào môi trường có tảo Chlorella, luân trùng sẽ sớm thích nghi với điều kiện môi trường và gia tăng mật độ. Vì vậy, ở thí nghiệm này cho thấy trùng hợp với ý kiến trên, sau ngày đầu tiên mật độ luân trùng tăng chậm sang ngày thứ 2 mật độ luân trùng gần như tăng gấp 2 lần ngày thứ nhất. Đến ngày thứ 4 mật độ luân trùng tăng chậm lại, ngày thứ 5 lại tăng nhanh…cứ xen kẽ như vậy cho đến ngày thứ 7 mật độ đạt cực đại sau đó các ngày tiếp theo giảm dần. Kết quả này phù hợp với chu kỳ phát triển của luân trùng, luân trùng bắt đầu tham gia sinh sản sau 0,5 đến 1,5 ngày sau khi nở. 35 Bảng 4.7: Biến động mật độ luân trùng ở các nghiệm thức (cá thể/mL) Nghiệm thức Ngày NT20 NT50 NT80 NT110 1 39,7±1,53c 38,3±1,15bc 42±2ac 42,7±2,08ac 2 71±2,65b 73,7±3,21b 80,3±2,52a 81,3±1,53a 3 116±9,64b 125±21,93ab 155±13,45a 142±13,45ab 4 181±12,49c 195±8,66c 273±8.89a 233±19,52b 5 275±13,23d 401±20,3c 592±10,58a 471±22,87b 6 368,7±29,7c 498±23,52b 667,3±18,61a 540,3±19,5b 7 498±14,73d 544,3±15,82c 814±20,52a 679±23,52b 8 223±11,36c 230±10c 467±12,17a 356±13,75b 9 74,7±4,73c 81±7,94c 210,7±6,66a 125±14,53b Trung bình 205,2±153,6 242,9±191,7 366,8±277,6 296,7±225,8 Ghi chú: Các ký tự theo sau trên cùng một hàng giống nhau thì khác biệt không có ý nghĩa thống kê (p<0,05) Qua bảng 4.7 và hình 4.3 cho thấy mật độ luân trùng đạt cao nhất ở ngày nuôi thứ 7 và sau đó giảm nhanh chóng vào ngày nuôi thứ 8. NT20 có mật độ luân trùng thấp nhất trong các nghiệm thức. Mật độ luân trùng đạt cực đại của NT20 là 498 cá thể/mL, điều này cho thấy với tỉ lệ thức ăn 20.000 tế bào tảo/luân trùng/ngày chưa đáp ứng đủ nhu cầu thức ăn của luân trùng. Kết quả trên còn được khẳng định qua tỉ lệ mang trứng và tốc độ tăng trưởng đặc thù của luân trùng ở NT20 thường thấp hơn các nghiệm thức khác. Mật độ luân trùng đạt cực đại của NT50 là 544 cá thể/mL tuy cao hơn NT20 nhưng vẫn thấp hơn NT80 và NT110, các nghiệm thức khác biệt có ý nghĩa thống kê (P<0,05). Kết quả này cho thấy tỉ lệ thức ăn 50.000 tế bào tảo/luân trùng/ngày vẫn chưa đáp ứng đủ nhu cầu của luân trùng. NT80 có mật độ luân trùng thường cao hơn các nghiệm thức khác và đạt mật độ cực đại cao nhất 814 cá thể/mL, khác biệt có ý nghĩa thống kê so với các nghiệm thức khác (P<0,05). Điều này chứng tỏ tỉ lệ thức ăn 80.000 tế bào tảo/luân trùng/ngày đã đủ với nhu cầu thức ăn cho luân trùng. Kết quả này có phần khác với nghiên cứu trước đây của Nguyễn Tấn Khương (2008) khi nuôi luân trùng B. angularis với các mật độ tảo khác nhau thì luân trùng phát triển tốt nhất ở mật độ tảo 60.000 tế bào tảo/luân trùng/ngày, kế đó đến mật độ 80.000 tế bào 36 tảo/luân trùng/ngày. Nghiên cứu của Trần Sương Ngọc và Nguyễn Hữu Lộc (2006) trên luân trùng B. plicatilis thì cho thấy luân trùng phát triển tốt nhất ở mật độ tảo 100.000 tế bào tảo/luân trùng/ngày. Như vậy, mỗi loài luân trùng thích hợp với một tỉ lệ thức ăn khác nhau và còn phụ thuộc vào nhiều yếu tố khác như nhận xét của Hirayana và Ogawa (1972) tốc độ lọc thức ăn của luân trùng ở các loài khác nhau sẽ khác nhau và phụ thuộc vào điều kiện môi trường như: nhiệt độ, độ mặn, chất lượng nước, …(trích bởi Hoff và Snell, 2004). 0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1 2 3 4 5 6 7 8 9 Ngày NT20 NT50 NT80 NT110 Hình 4.3: Biểu đồ thể hiện biến động mật độ luân trùng Khi mật độ tảo cho ăn cao vượt quá nhu cầu của luân trùng thì sẽ có sự phân hủy lượng thức ăn thừa này làm giảm chất lượng nước môi trường nuôi và hạn chế sự phát triển của luân trùng. Mặc khác, khi cho luân trùng ăn với lượng tảo cao thì luân trùng cần tốn nhiều năng lượng cho quá trình lọc thức ăn, bài tiết của cơ thể,…do đó tốc độ luân trùng tăng chậm và mật độ luân trùng đạt cực đại không cao. Cụ thể ở NT110 cho thấy mật độ luân trùng khi cho ăn 110.000 tế bào tảo/luân trùng/ngày thường thấp hơn NT80 khi cho ăn 80.000 tế bào tảo/luân trùng/ngày và mật độ luân trùng đạt cực đại (679 cá thể/mL ) cũng thấp hơn NT80, khác biệt có ý nghĩa thống kê (P<0,05). Tỉ lệ mang trứng Ngoài mật độ luân trùng, một chỉ tiêu quan trọng khác để đánh giá chất lượng luân trùng ở các nghiệm thức đó là tỉ lệ mang trứng của luân trùng. Tỉ lệ mang trứng và hình thức sinh sản của luân trùng có quan hệ mật thiết với mật độ luân trùng. Khi điều kiện sống thuận lợi luân trùng sinh sản đơn tính, con cái vô tính sẽ sinh ra trứng lưỡng Mật độ luân trùng (cá thể/mL) 37 bội (2n) và phát triển thành con cái vô tính. Con cái này sinh sản với tốc độ nhanh nên phát triển quần đàn nhanh, như vậy mật độ luân trùng sẽ tăng cao. Qua bảng 4.8 cho thấy tỉ lệ mang trứng đạt giá trị cực đại cao nhất ở nghiệm thức NT80 (37,1%), sau đó đến NT110 (30,7%). Tỉ lệ mang trứng của 2 nghiệm thức này tăng nhanh và đạt cực đại vào ngày thứ 4 thì ngày thứ 5 có sự gia tăng mật độ rất cao của luân trùng, từ 273 cá thể/mL tăng lên 592 cá thể/mL ở NT80 và từ 233 cá thể/mL tăng lên 471 cá thể/mL ở NT110. Tỉ lệ mang trứng của 2 nghiệm thức NT20 và NT50 ở những ngày nuôi sau luôn thấp hơn ngày đầu thí nghiệm, điều này chứng tỏ tỉ lệ tảo cho ăn ở 2 nghiệm thức này chưa đủ với nhu cầu của luân trùng. Bảng 4.8: Tỉ lệ mang trứng của luân trùng (%) Nghiệm thức Ngày NT20 NT50 NT80 NT110 1 28,6±0,95a 28,7±2,74a 29,4±0,71a 29,7±1,29a 2 24,4±1,41a 26,2±1,71a 28,3±2,58a 24,6±2,18a 3 18,6±1,12b 19,3±2,91b 25,2±0,15a 22,5±0,59b 4 18,6±1,01d 27,5±1c 37,1±1,1a 30,7±0,99b 5 16,6±1,4a 14,7±0,17b 14,1±0,25b 15,2±0,25ab 6 15,2±1,17a 13,5±0,6b 14,6±0,58ab 14,4±0,15ab 7 10,9±1,91a 9,7±1,01a 12,3±1,46a 10,4±0,29a 8 7,3±1,27a 6,2±1,47a 5,3±0,65a 5,1±1,05a 9 5,7±1,66a 3,3±0,7b 2,3±0,64b 1,8±1,01b Trung bình 16,2±7,5a 16,6±9,42a 18,7±11,81a 17,2±10,39a Ghi chú: Các ký tự theo sau trên cùng một hàng giống nhau thì khác biệt không có ý nghĩa thống kê (p<0,05) Dựa vào bảng 4.8 cho thấy tỉ lê mang trứng của luân trùng vào ngày thứ 3 bắt đầu có sự khác biệt có ý nghĩa thống kê (P<0,05) ở nghiệm thức NT80 so với các nghiệm thức khác và khác biệt với giá trị cao hơn. Ngoài ra, kết quả thu được qua thí nghiệm cho thấy tỉ lệ mang trứng của luân trùng ở 2 nghiệm thức NT20 và NT50 trong những ngày đầu thường thấp hơn ở NT80 và NT110. Nguyên nhân do thời gian đầu chất lượng nước tốt, tỉ lệ thức ăn ở NT80 và NT110 đáp ứng đủ nhu cầu phát triển cũng như tích lũy chất 38 dự trữ cho sinh sản của luân trùng. Theo Jensen và Verschoor (2004) thức ăn không cung cấp đủ dinh dưỡng sẽ làm chậm quá trình tích lũy các chất dự trữ của luân trùng làm cho quá trình thành thục và thời gian giữa các lần đẻ trứng liên tiếp (nhịp sinh sản) sẽ kéo dài. Vì vậy, tỉ lệ luân trùng mang trứng ở NT20 và NT50 thấp. Những ngày cuối vụ nuôi tỉ lệ luân trùng mang trứng ở nghiệm thức NT80 và NT110 giảm mạnh vì qua một thời gian nuôi mật độ luân trùng tăng cao, lượng thức ăn thừa và chất thải của luân trùng tích tụ tạo thành thể keo làm kết dính thức ăn và kể cả luân trùng, ảnh hưởng đến khả năng lọc thức ăn và khả năng bơi lội của luân trùng. Mặt khác, với mật độ bố trí ban đầu thấp, theo thời gian nuôi thì mật độ luân trùng tăng nhanh trong khi luân trùng mang trứng tăng chậm hoặc không tăng làm tỉ lệ mang trứng giảm. Kết quả này phù hợp với ý kiến của Dhert (1996) cho rằng khi nuôi luân trùng đến mật độ càng cao làm cho điều kiện nuôi căng thẳng và tỷ lệ mang trứng càng giảm. 0 5 10 15 20 25 30 35 40 1 2 3 4 5 6 7 8 9 Ngày NT20 NT50 NT80 NT110 Hình 4.4: Biểu đồ thể hiện tỉ lệ mang trứng của luân trùng Tốc độ tăng trưởng đặc thù Theo dõi tốc độ tăng trưởng của luân trùng bảng 4.9 cho thấy tốc độ tăng trưởng của luân trùng đạt giá trị cực đại vào ngày thứ 5 ở hầu hết các nghiệm thức (trừ nghiệm thức NT20 đạt cực đại vào ngày thứ 3). Kết hợp bảng 4.7 và bảng 4.8 cho thấy ngày nuôi thứ 4 luân trùng có tỉ lệ mang trứng rất cao, sang ngày thứ 5 mật độ luân trùng tăng cao, chính điều này đã làm tốc độ tăng trưởng của luân trùng đạt cực đại vào ngày thứ 5. NT80 có tốc độ tăng trưởng đạt giá trị cực đại cao nhất (SGR = 0,6) và khác biệt có ý nghĩa thống kê (P<0,05) với nghiệm thức khác. Từ công thức 3.2 cho thấy khi thời gian nuôi càng lâu và mật độ luân trùng tăng chậm hoặc không tăng thì tốc độ tăng trưởng của luân trùng sẽ giảm. Điều này lý giải vì sao Tỉ lệ mang trứng (%) 39 ở các nghiệm thức vào ngày nuôi thứ 6 có mật độ luân trùng cao hơn các ngày trước nhưng tốc độ tăng trưởng lại giảm thấp. Bảng 4.9: Tốc độ tăng trưởng đặc thù Nghiệm thức Ngày NT20 NT50 NT80 NT110 1 0,28±0,04ab 0,24±0,03b 0,34±0,05a 0,35±0,05a 2 0,43±0,02b 0,45±0,02b 0,49±0,02a 0,5±0,01a 3 0,45±0,03b 0,48±0,06ab 0,55±0,03a 0,52±0,03ab 4 0,45±0,02c 0,47±0,01c 0,55±0,01a 0,51±0,02b 5 0,44±0,01d 0,52±0,01c 0,6±0,01a 0,55±0,01b 6 0,42±0,01c 0,47±0,01b 0,52±0,01a 0,48±0,01b 7 0,4±0,01d 0,41±0,01c 0,47±0,01a 0,45±0,01b 8 0,25±0,01c 0,25±0,01c 0,34±0,01a 0,31±0,01b 9 0,1±0,01c 0,11±0,01c 0,22±0,01a 0,16±0,02b Trung bình 0,36±0,12a 0,38±0,14a 0,45±0,13a 0,43±0,13a Ghi chú: Các ký tự theo sau trên cùng một hàng giống nhau thì khác biệt không có ý nghĩa thống kê (p<0,05) 0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6 0,7 1 2 3 4 5 6 7 8 9 Ngày NT20 NT50 NT80 NT110 Hình 4.5: Biểu đồ thể hiện tốc độ tăng trưởng đặc thù Tốc độ tăng trưởng đặc thù 40 CHƯƠNG 5 KẾT LUẬN VÀ ĐỀ XUẤT 5.1 Kết luận Mật độ tảo Chlorella và khối lượng cá rô phi trong các bể cá – tảo có mối tương quan với nhau. Trong điều kiện nhiệt độ từ 27,7 – 31,2 o C và pH từ 7,5 – 7,9 thì mật độ tảo càng cao khi khối lượng cá rô phi càng cao nhưng khi khối lượng cá rô phi tăng cao ở một giới hạn nhất định (0,5 – 2 kg) thì mật độ tảo lại giảm. Luân trùng được nuôi với tỉ lệ tảo Chlorella 80.000 tế bào tảo/luân trùng/ngày thích hợp nhất cho sự phát triển của luân trùng. Sự phát triển của quần thể luân trùng kéo dài được 7 ngày và mật độ luân trùng đạt cực đại là 814 cá thể/mL. 5.2 Đề xuất Nên tiến hành thí nghiệm tìm ra tỉ lệ cho luân trùng ăn kết hợp tảo và men bánh mì để tiết kiệm diện tích và hạ thấp giá thành sản xuất. Nghiên cứu tăng mật độ nuôi luân trùng cao hơn để nâng cao năng suất nuôi. 41 TÀI LIỆU THAM KHẢO Tiếng Việt 1. Trần Thị Hồng An, 1994. Tiếp tục nghiên cứu biện pháp sinh sản và ương nuôi cá bống tượng (Oxyoleotris marmoratus Bleeker) từ bột lên giống. Luận văn tốt nghiệp – Khoa Thủy Sản – Đại học Cần Thơ. 2. Trần Công Bình và csv, 2005. Nghiên cứu hệ thống nuôi luân trùng năng suất cao và ổn định thích hợp với điều kiện khi hậu Việt Nam. Đề tài cấp Bộ - Khoa Thủy Sản – Đại học Cần Thơ. 3. Đặng Văn Giáp, 1997. Phân tích dữ liệu khoa học bằng chương trình MS-Excel. Nhà xuất bản Giáo Dục. 4. Nguyễn Văn Hải, 2008. Ảnh hưởng của pH và nhiệt độ lên sự phát triển của quần thể luân trùng nước ngọt (Brachionus angularis). Luân văn tốt nghiệp – Khoa Thủy Sản – Đại học Cần Thơ. 5. Nguyễn Thị Tuyết Hằng, 2010. Ảnh hưởng của tỷ lệ thức ăn, tỷ lệ thay nước lên sự phát triển của quần thể luân trùng Brachionus angularis. Luân văn tốt nghiệp – Khoa Thủy Sản – Đại học Cần Thơ. 6. Nguyễn Văn Hạnh, 2007. Nghiên cứu ảnh hưởng của một số hóa chất lên sự tăng trưởng của quần thể luân trùng (Brachionus plicatilis). Luận văn cao học – Khoa Thủy Sản – Đại học Cần Thơ 7. Trần Thị Thanh Hiền và Nguyễn Anh Tuấn, 2009. Dinh dưỡng và thức ăn thủy sản. NXB Nông Nghiệp – TP. Hồ Chí Minh. 8. Nguyễn Tấn Khương, 2008. Ảnh hưởng mật độ thức ăn và mật độ nuôi lên sự phát triển của quần thể luân trùng nước ngọt Brachionus angularis. Luân văn tốt nghiệp – Khoa Thủy Sản – Đại học Cần Thơ. 9. Trương Sĩ Kỳ, 2004. Kỹ thuật nuôi một số loài sinh vật làm thức ăn cho ấu trùng thủy sản. Nhà xuất bản Nông Nghiệp, TP.Hồ Chí Minh. 10. Nguyễn Thị Kim Liên và csv, 2008. Nuôi luân trùng siêu nhỏ (Brachionus rotundiformis) bằng tảo Chlorella và men bánh mì. Khoa Thủy Sản – Đại học Cần Thơ. 11. Dương Tấn Lộc, 2007. Thức ăn cho thủy sản nuôi (tôm – cá). NXB Thanh Hóa. 12. Quách Kha Ly, 2007. Ương ấu trùng cua biển (Scylla paramamosain) theo hai giai đoạn (Zoea1 – Zoea5 và Zoea5 – Cua1) với các mật độ khác nhau. Luân văn tốt nghiệp – Khoa Thủy Sản – Đại học Cần Thơ. 13. Dương Thị Hoàng Oanh, 2005. Nghiên cứu cải tiến hệ thống nuôi thâm canh luân trùng (Brachionus plicatilis). Luận văn cao học – Khoa Thủy Sản – Đại học Cần Thơ. 14. Hàn Thanh Phong, 2002. Nuôi luân trùng (Brachionus plicatilis) trong hệ thống nuôi kết hợp tảo– cá rô phi. Chuyên đề tốt nghiệp - Khoa Thủy Sản - Đại học Cần Thơ. 42 15. Trương Quốc Phú và csv, 2006. Xây dựng mô hình nuôi tôm sú bền vững với qui trình kỹ thuật nuôi tôm sú ghép với cá rô phi ở tỉnh Sóc Trăng. Dự án sở KHCN Sóc Trăng và Khoa Thủy Sản – Đại học Cần Thơ. 16. Trần Sương Ngọc và Nguyễn Hữu Lộc, 2006. Nghiên cứu thiết lập hệ thống nuôi kết hợp luân trùng (Brachionus plicatilis) với bể nước xanh. Khoa Thủy Sản – Đại học Cần Thơ. 17. Trần Văn Vỹ, 1982. Thức ăn tự nhiên của cá. Nhà xuất bản nông nghiệp. 18. Lê Như Xuân và csv, 1994. Kỹ thuật nuôi cá nước ngọt. Sở Khoa Học Công Nghệ & Môi Trường An Giang và Khoa Thủy Sản – Đại học Cần Thơ. Tiếng Anh 1. Boyd, C.E.1990. Water quality in pond for aquaculture. Birmingham Publishing Co., Birmingham, USA.. 2. Coutteau, P. 1996. Microalgae, Manual on the productionand use of live food for aquaculture, Patrick Lavent and Patrick Sorgeloss (Ens). Pubishby Food and Agriculture Organization of the United Nations. 3. Dhert, P. 1996. Rotifers. In: P. Sorgeloos and P. Lavens (Eds). Manual on the production and use of live food for Aquaculture. Published by FAO. 4. Francis O. Arimono (2006). Culture of the freshwater rotifer, Brachionus calyciflorus, and its application in fish larviculture technology. African Journal of Biotechnology Vol. 5 (7), pp: 536 – 541. 5. Fukusho, K., 1989. Biology and mass production of the rotifer, Brachionus plicatilis II, Int. J Aqu.Fish. Technology 1, pp: 92 – 299. 6. Fukusho, K. and H. Iwanmoto, 1981. Polyphormosis in size of rotifer, Brachionus plicatilis, cultured with various feeds. Bull. Nat. Res. Inst. Aquaculture 2, pp: 1-10. 7. Fulks, Wendy và Kevan L. Main, 1991. Rotifer and Microalgae Culture Systems. 8. Fushimi, T, 1989. Sytematixing large-scale culture menthos. In: K. Fukusho and K. Hirayamd (Eds). A live feed – the rotifer, Brachionus plicatilis. Koseisha Koseikaku, Tokyo. 9. Groeneweg, J. and M. Schluter, 1981. Mass production of freshwater rotifers on liquid wastes II: Mass production of Brachionus rubens (Ehrenberg, 1838) in the effluent of high rate algal ponds used for the treatment of piggery waste. Aquaculture 25, pp: 25-33. 10. Hagiwata, A, W.G. Gallardo, M. Assavaaree. T. Kotani and A.B. De Araujo, 2001. Live food production in Japan: recent progress and future aspects. Aquaculture 200, pp: 111 – 127. 11. Hoff, H. and T.W. Snell, 2004. Plankton culture manual. The 6th edition. Florida AquaFarms, Florida, 126p. 12. James, C.M. and Abu-Rezeq, 1989. An intensive chemostat culture system for the production of rotifer for aquaculture . Aquaculture 81, pp: 291-301. 43 13. Jensen, T.C. and A.M. Verschoor, 2004. Effect of food quality on life history of the rotifer Brachionus calyciflorus Pallas. Freshwater biology 59, pp: 1138- 1151. 14. Komis, A., 1992. Improve production and ultilization of the rotifer Brachionus plicatilis Muller. in European sea bream (Sparus aurata Linnaeus) and sea bass (Dicentrachus labrax Linnaeus) larviculture. PhD Thesis. University of Gent. 15. Lavens, P and Sorgeloos, P. 1996. Manual on the production and use of live food for aquaculture. Published by FAO. 16. Lubzens, E., 1987. Raising rotifers for use in aquculture, Hydrobiologia 147, pp:245-255. 17. Mitchell. S.A. 1992. The effectof pH on Brachionus calyciflorus Pallas (Rotifera), Hydrobiologia 245: 87 – 93. 18. Mitchell. S.A. and Joubert, J.H.B., 1986. The effect of elevated pH on the survival and reproduction of Brachionus calyciflorus. Aquacuture, 55: 215-220. 19. Nagata W.D. and J.N.C. Whyte (1992). Effects of the yeast and algal diets on the growth and biochemical composition of the rotifer Brachionus plicatilis (Muller) in culture. Aquaculture and fisheries management 23, pp: 13-21. 20. Nogrady, T., 1993. Rotifera, SPB Academic publishing, 139 p. 21. Nyonje, B. and J. Radull, 1991. The effects of feeding freshwater Chlorella, baker’ yeast and culture selco on the culture of rotifers (Brachionus sp.). Larvi’91 Abstract, pp:106-109. 22. Pechenik, J.A., 2000. Biology of the invertebrate. The McGraw-Hill Companies, 578p. 23. Sharma O.P., 1998. Text book of algae. The 7th reprint, Tata McGraw library cataloguing in publication Data, Pillay, T.V.R. 24. Sung B.H, 2001. The selection of optimum phytoplankton speccies for rotifer culture during cold and warm seasions and their nutritional value for marine finfish larvae, Rotifer and microalgae culture systems. Procceeding of a U.S. Asia Workshop. Hoolulu. HI. 1991, pp: 163-174. 25. Watanabe, T., C. Kitajima and S. Fujita, 1983. Nutritional values of live organism used in Japan for mass propagation of fish. A review. Aquaculture 34, pp: 115- 143. 26. Yoshimura K., K. Usuki, T. Yoshimatsu, C. Kitajima and A. Hagiwara, 1997. Recent development of a high density mass culture system for the rotifer Brachionus rotundiformis. Hydrobiologia 358, pp:139-144.